Zdaniem lekarza

Jak powstaje metan w jelicie, skąd bierze się wodór, od którego zależą archeony, i co łączy test oddechowy pacjenta z globalnym bilansem metanu

Dmuchnij, a powiem ci, kto mieszka w twoich jelitach

Test oddechowy wygląda niewinnie: pacjent wypija roztwór cukru (laktulozy lub glukozy), a potem co kwadrans dmucha do woreczka. Analizator mierzy dwa gazy, których ludzkie komórki same nie wytwarzają: wodór (H₂) i metan (CH₄). Skoro nie robimy ich my, robią je nasi mikroskopijni lokatorzy. Gaz powstaje w jelicie, wchłania się do krwi i jest wydychany przez płuca.

Wodór i metan opowiadają jednak dwie różne historie. Wodór jest produktem fermentacji bakteryjnej. Metan to gaz „drugiego rzędu” – powstaje z wodoru i robi go zupełnie inna grupa organizmów. Dlatego wynik ≥10 ppm metanu wytyczne opisują dziś osobnym terminem: nadmierny rozrost metanogenów jelitowych (IMO), a nie bakteryjne przerosty (SIBO) [1]. Taki wynik wiąże się zwykle z zaparciami.

Metan to specjalność archeonów

Metanogeneza jako sposób na życie należy wyłącznie do archeonów – trzeciej, obok bakterii i eukariontów, domeny życia. Bakterie metanu w ten sposób nie wytwarzają. Archeony wyglądają pod mikroskopem jak bakterie, ale ich błony i enzymy są zupełnie inne [2].

Sercem metanogenezy jest reduktaza metylo-koenzymu M, kodowana przez operon mcrBDCGA. To ona wykonuje ostatni krok: odrywa grupę metylową i uwalnia CH₄. Gen mcrA jest tak charakterystyczny, że służy jako „odcisk palca” metanogenów w badaniach środowiskowych. Wcześniejsze kroki obsługują m.in. kompleksy Fwd/Fmd (wiązanie CO₂), Mtr (przeniesienie grupy metylowej) oraz hydrogenazy, takie jak Frh, które „rozbierają” wodór na elektrony [3].

U człowieka króluje Methanobrevibacter smithii. Bilans jego pracy jest prosty: CO₂ + 4 H₂ → CH₄ + 2 H₂O [2]. Mniej liczne są Methanosphaera stadtmanae, redukujący wodorem metanol, oraz Methanomassiliicoccales, korzystające z metyloamin [2]. Wspólny mianownik: prawie każdy metanogen jelitowy potrzebuje wodoru.

Kto dostarcza wodór

Wodór w jelicie produkują bakterie fermentujące błonnik i inne niestrawione węglowodany. Robią to dzięki hydrogenazom, które pozbywają się nadmiaru elektronów, wyrzucając je w postaci H₂. Przez lata sądzono, że główną robotę wykonują Clostridia z hydrogenazą [FeFe] grupy A1. Praca zespołu Welsh i Greeninga z 2025 roku zmieniła ten obraz: najliczniejszą i najaktywniej odczytywaną hydrogenazą w ludzkim jelicie okazała się słabo wcześniej poznana hydrogenaza [FeFe] grupy B, obecna u 62% badanych izolatów, a największym producentem wodoru — rodzaj Bacteroides [4].

Nagromadzony wodór hamuje jednak samą fermentację, więc ktoś musi go sprzątać. Klasycznie wymienia się trzy grupy „zjadaczy wodoru”: bakterie redukujące siarczany (dają siarkowodór), bakterie acetogenne (octan) i archeony metanogenne (metan). Ta sama praca pokazuje, że wszystkie trzy są w jelicie mało liczne, choć aktywne, a dominującą rolę może odgrywać czwarta grupa: zwyczajne bakterie oddychające beztlenowo, jak Enterobacteriaceae, Veillonella czy Akkermansia, które oddają elektrony z H₂ na fumaran, azotany czy sulfotlenki [4].

Gdy metanogen zużywa wodór, działa to na korzyść bakterii fermentujących: to klasyczny syntrofizm, czyli żywienie krzyżowe. Dobrze opisaną parą są Christensenella i M. smithii. Widać to też w teście oddechowym: im sprawniej archeony zużywają wodór, tym niższy bywa szczyt H₂, a wyższy CH₄. Cztery cząsteczki wodoru zamieniają się w jedną cząsteczkę metanu, więc objętość gazu w jelicie spada.

Konkurencja o wodór — i co z tego wynika dla diety

Skoro wodór jest wspólną walutą, jego konsumenci o niego konkurują. To nie jest hipoteza: w ludzkim kale metanogeneza i redukcja siarczanów wyglądają na procesy niemal wzajemnie się wykluczające — osoby wydzielające metan mają zwykle mało bakterii siarczanowych i odwrotnie [5].

To otwiera ciekawą perspektywę. Jeśli metanogeny nie są jedynym ani nawet głównym odbiorcą wodoru, a ich pozycję można zająć, to ilość wytwarzanego metanu daje się modulować. Klasyczny eksperyment z 1992 roku pokazał to wprost: dodanie siarczanu do diety sześciu osób wydzielających metan obniżyło u trojga z nich metan w oddechu, podniosło tempo redukcji siarczanów, a liczebność metanogenów spadła o kilka rzędów wielkości i wróciła do normy po odstawieniu siarczanu [5].

Dieta działa też od strony producentów: ilość i rodzaj niestrawionych węglowodanów decydują o tym, ile wodoru w ogóle powstaje i komu przypadnie. Daleko stąd jednak do „diety przeciwmetanowej” — w tym samym badaniu u połowy uczestników metan nie drgnął wcale [5]. Jest więc dobrze opisany mechanizm, w który można celować, ale nie ma przepisu.

Jednokomórkowe eukarionty: od symbiozy do sąsiedztwa

Wodór robią nie tylko bakterie. Wiele beztlenowych pierwotniaków zamiast typowych mitochondriów ma hydrogenosomy – zmodyfikowane mitochondria, które wytwarzają ATP i wydzielają wodór [6]. Dla metanogena to idealny partner.

Natura wykorzystała to wielokrotnie. Beztlenowe orzęski, np. Nyctotherus ovalis z jelita karaczana, noszą metanogeny wewnątrz komórki, często przyklejone wprost do hydrogenosomów. Takie układy powstawały w ewolucji niezależnie co najmniej kilka razy [7]. To prawdziwa symbioza: gospodarz pozbywa się wodoru, który hamowałby jego metabolizm, a archeon dostaje stały posiłek. Podobne pary żyją w jelitach termitów i w żwaczu przeżuwaczy.

U człowieka najczęstszym takim pierwotniakiem jest Blastocystis, którego organelle są pokrewne hydrogenosomom [6]. Duża analiza metagenomów prawie 1700 osób wykazała silne współwystępowanie Blastocystis z M. smithii [8]. Warto jednak ważyć słowa: to statystyczne sąsiedztwo, a nie udowodniona symbioza. Nie widzimy archeonów w komórkach Blastocystis. Oba organizmy mogą po prostu lubić to samo środowisko – jelito bogate w błonnik, z powolnym pasażem.

Tasiemce i nicienie: wspólny adres, osobne gospodarstwa

Pasożyty wielokomórkowe – tasiemce, glisty czy włosogłówki – też żyją w środowisku ubogim w tlen. Ich mitochondria radzą sobie jednak inaczej niż hydrogenosomy pierwotniaków: odpady metabolizmu wydalają głównie jako bursztynian, propionian i octan, a nie jako wodór [6]. Nie mają więc czego zaoferować metanogenom.

Badania ludzi zarażonych robakami jelitowymi pokazują zmiany całego mikrobiomu, zwykle wzrost różnorodności. U zarażonych włosogłówką matek z Tanzanii obserwowano np. więcej Methanobrevibacter [9], ale wyniki z różnych populacji są niespójne. Poprawnie jest więc mówić o współwystępowaniu i wpływie na środowisko jelita, a nie o symbiozie z archeonami.

Krowy, klimat i właściwe proporcje

Ten sam mechanizm działa na wielką skalę w żwaczu krowy, owcy czy kozy. Pracują tam inne gatunki, głównie Methanobrevibacter ruminantium i jego krewni, ale zasada jest identyczna: bakterie i pierwotniaki fermentują trawę, archeony zamieniają wodór w metan, a zwierzę go odbija.

W skali globu to dużo. Ludzkość emituje około 370 mln ton metanu rocznie, a rolnictwo i odpady to blisko 210–230 mln ton z tej puli [10]. Największą pozycją rolniczą jest fermentacja jelitowa przeżuwaczy wraz z obornikiem.

Warto jednak zachować proporcje. Metan jest drugim po CO₂ gazem cieplarnianym emitowanym przez człowieka [10]. Na kilogram ogrzewa silniej, ale żyje w atmosferze tylko około dekady, a jego emisje przeliczone na masę węgla to kilka procent antropogenicznej emisji CO₂ [10]. Głównym „ludzkim” gazem cieplarnianym pozostaje dwutlenek węgla.

Te same archeony, które dają dodatni wynik testu oddechowego, napędzają więc część światowego bilansu metanu. W obu przypadkach kluczem jest wodór od bakterii — i to, kto zdąży go zużyć pierwszy.

Opracował: dr n. med. Mateusz Adamski

Literatura

1. Pimentel M, Saad RJ, Long MD, Rao SSC. ACG Clinical Guideline: Small Intestinal Bacterial Overgrowth. Am J Gastroenterol. 2020;115:165–178. doi:10.14309/ajg.0000000000000501
2. Hoegenauer C, Hammer HF, Mahnert A, Moissl-Eichinger C. Methanogenic archaea in the human gastrointestinal tract. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 2022;19:805–813. doi:10.1038/s41575-022-00673-z
3. Thauer RK, Kaster AK, Seedorf H, Buckel W, Hedderich R. Methanogenic archaea: ecologically relevant differences in energy conservation. Nat Rev Microbiol. 2008;6:579–591. doi:10.1038/nrmicro1931
4. Welsh C, Cabotaje PR, Marcelino VR, et al. A widespread hydrogenase supports fermentative growth of gut bacteria in healthy people. Nat Microbiol. 2025;10:2686–2701. doi:10.1038/s41564-025-02154-w
5. Christl SU, Gibson GR, Cummings JH. Role of dietary sulphate in the regulation of methanogenesis in the human large intestine. Gut. 1992;33:1234–1238. doi:10.1136/gut.33.9.1234
6. Müller M, Mentel M, van Hellemond JJ, et al. Biochemistry and evolution of anaerobic energy metabolism in eukaryotes. Microbiol Mol Biol Rev. 2012;76:444–495. doi:10.1128/mmbr.05024-11
7. van Hoek AH, van Alen TA, Sprakel VS, et al. Multiple acquisition of methanogenic archaeal symbionts by anaerobic ciliates. Mol Biol Evol. 2000;17:251–258. doi:10.1093/oxfordjournals.molbev.a026304
8. Beghini F, Pasolli E, Truong TD, Putignani L, Cacciò SM, Segata N. Large-scale comparative metagenomics of Blastocystis, a common member of the human gut microbiome. ISME J. 2017;11:2848–2863. doi:10.1038/ismej.2017.139
9. Chen H, Mozzicafreddo M, Piersanti A, et al. Dissection of the gut microbiota in mothers and children with chronic Trichuris trichiura infection in Pemba Island, Tanzania. Parasit Vectors. 2021;14. doi:10.1186/s13071-021-04580-1

Saunois M, Martinez A, Poulter B, et al. Global Methane Budget 2000–2020. Earth Syst Sci Data. 2025;17:1873–1958. doi:10.5194/essd-17-1873-2025

Dlaczego po kuracji rifaksyminą objawy często wracają i co o przeroście bakteryjnym jelita cienkiego mówi sekwencjonowanie DNA

Dziesięć dni ulgi, a potem?

Rifaksymina (Xifaxan) usuwa przerost bakteryjny w jelicie cienkim u mniej więcej dwóch na trzy osoby, ale u blisko połowy z nich problem wraca w ciągu dziewięciu miesięcy. To nie jest porażka leku, tylko sygnał, że antybiotyk leczy objaw, a nie przyczynę.

SIBO, czyli przerost bakteryjny jelita cienkiego (ang. small intestinal bacterial overgrowth), to stan, w którym w odcinku przewodu pokarmowego przeznaczonym głównie do trawienia i wchłaniania żyje za dużo bakterii albo nie te, co trzeba. Skutki są dobrze znane pacjentom: wzdęcia po posiłku, bóle brzucha, biegunki lub zaparcia, uczucie „balona” pod żebrami. Wiele osób z rozpoznanym zespołem jelita drażliwego ma w rzeczywistości SIBO.

W tym artykule wyjaśniam, jak wygląda prawidłowy mikrobiom jelita, co dzieje się w nim przy SIBO, jak działa rifaksymina i dlaczego po kuracji ekosystem często zostaje w stanie, z którego przerost łatwo się odradza. Patrzę na to przede wszystkim przez pryzmat sekwencjonowania DNA bakterii, bo to ono w ostatnich latach zmieniło nasze rozumienie SIBO najbardziej.

Dwa różne światy: jelito cienkie i jelito grube

Jelito cienkie i jelito grube to dwa zupełnie różne ekosystemy, a próbka kału opowiada prawie wyłącznie o tym drugim. To najważniejsza rzecz, jaką trzeba wiedzieć, zanim zacznie się mówić o SIBO.

Jelito grube jest jak gęsty las. Żyją tam biliony bakterii, w większości beztlenowców, które fermentują błonnik i produkują krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe, m.in. maślan, odżywiający komórki nabłonka. Dominują w nim rodziny takie jak Ruminococcaceae, Lachnospiraceae czy Christensenellaceae oraz bakterie z grupy Bacteroidetes.

Jelito cienkie przypomina raczej rwącą rzekę. Treść przesuwa się szybko, jest kwaśno od soku żołądkowego, działa żółć i enzymy trzustki, a ściana jelita intensywnie produkuje przeciwciała. Bakterii jest tu o rzędy wielkości mniej. Duże badanie REIMAGINE, w którym pobierano treść z dwunastnicy, jelita czczego i dalszych odcinków, pokazało, że mikrobiom jelita cienkiego różni się od kałowego w ponad 2000 jednostkach taksonomicznych [1]. W jelicie cienkim przeważają bakterie kwasu mlekowego (Streptococcaceae, Lactobacillaceae) oraz proteobakterie z rodzin Neisseriaceae czy Pasteurellaceae, a Bacteroidetes jest wyraźnie mniej [1]. Co więcej, każdy odcinek jelita cienkiego ma swój własny profil [1].

Równowagę w jelicie cienkim utrzymuje przede wszystkim ruch. Między posiłkami jelito wykonuje cykliczne fale skurczów, tzw. wędrujący kompleks motoryczny, które działają jak „miotła” wymiatająca resztki i nadmiar bakterii w stronę jelita grubego. Do tego dochodzą kwas żołądkowy, żółć, odporność śluzówkowa i zastawka krętniczo-kątnicza oddzielająca oba światy. Kiedy któryś z tych mechanizmów zawodzi, rzeka zwalnia i zaczyna zarastać.

Jak działa rifaksymina

Rifaksymina skutecznie, choć nie u wszystkich, obniża liczbę bakterii w jelicie cienkim, a jej zaletą jest to, że prawie nie wchłania się do krwi. Działa więc tam, gdzie problem, i rzadko daje ogólnoustrojowe działania niepożądane.

To pochodna ryfamycyny. Blokuje bakteryjną polimerazę RNA, czyli enzym, bez którego bakteria nie odczyta własnych genów i nie wyprodukuje białek. Ma szerokie spektrum: obejmuje bakterie Gram-dodatnie i Gram-ujemne, tlenowce i beztlenowce. Ponieważ niemal w całości zostaje w świetle jelita, w jelicie osiąga bardzo wysokie stężenia, a we krwi praktycznie żadnych.

Co mówią badania? Największa metaanaliza, obejmująca 32 badania i 1331 pacjentów, wykazała, że rifaksymina „czyści” test oddechowy u około 71% leczonych, a działania niepożądane występowały u niecałych 5% [2]. U pacjentów, u których przerost ustąpił, objawy poprawiały się mniej więcej w dwóch przypadkach na trzy [2]. Skuteczność rosła z dawką. Autorzy zaznaczyli jednak, że jakość większości badań była słaba [2].

Najszersza jak dotąd metaanaliza z 2026 r., obejmująca 89 badań, potwierdziła te liczby [3]. W sześciu badaniach z randomizacją (196 osób) antybiotyki niemal 2,5-krotnie częściej niż placebo dawały poprawę objawów [3]. Autorzy ocenili jednak pewność tych dowodów jako niską [3]. Nie oznacza to, że lek nie działa. Oznacza, że dobrze zaprojektowanych badań jest mało, a SIBO to rozpoznanie niejednorodne i trudne do zmierzenia.

Trzeba też pamiętać, czym mierzy się „sukces”. W niemal wszystkich tych badaniach jest to normalizacja wodorowego testu oddechowego, a nie obraz samych bakterii. Test oddechowy mówi, czy bakterie fermentują cukier za wcześnie. Nie mówi, które to bakterie ani co zostało po leczeniu.

Dlaczego SIBO wraca

SIBO wraca, bo antybiotyk usuwa nadmiar bakterii, ale nie naprawia warunków, w których ten nadmiar powstał. Po kilku miesiącach ekosystem odtwarza się według tego samego, wadliwego wzorca.

Najlepiej pokazuje to włoskie badanie 80 pacjentów, u których po tygodniu rifaksyminy (1200 mg dziennie) test oddechowy z glukozą wrócił do normy [4]. Badacze powtarzali test co trzy miesiące:

U osób z nawrotem wracały też objawy [4]. Zbiorcza analiza badań obserwacyjnych podaje podobny odsetek nawrotów, 40–45% w ciągu 9–12 miesięcy, i wskazuje, że rzadziej nawracają chorzy przyjmujący potem leki poprawiające perystaltykę [3]. Ryzyko nawrotu było większe u osób starszych, po usunięciu wyrostka robaczkowego i u przewlekle przyjmujących inhibitory pompy protonowej, czyli leki hamujące wydzielanie kwasu żołądkowego [4]. Każdy z tych czynników osłabia któryś z naturalnych „strażników” jelita cienkiego.

To prowadzi do kluczowego wniosku. SIBO rzadko jest chorobą samą w sobie. Zwykle jest skutkiem czegoś innego: zaburzonej perystaltyki, braku kwasu żołądkowego, zmian anatomicznych po operacjach, chorób tarczycy, cukrzycy czy przewlekłego stresu. Dopóki ta przyczyna działa, rifaksymina daje przede wszystkim czas, a nie wyleczenie.

Test oddechowy: co mierzy, a czego nie widzi

Wodorowo-metanowy test oddechowy to podstawowe badanie w rozpoznawaniu SIBO. Jest tani i nieinwazyjny, ale wychwytuje mniej więcej połowę przypadków i nie mówi, jakie bakterie są winne.

Jak to działa. Ludzkie komórki nie wytwarzają wodoru ani metanu. Robią to wyłącznie mikroorganizmy fermentujące cukry. Pacjent na czczo wypija roztwór glukozy lub laktulozy, a potem co 15–20 minut przez 2–3 godziny dmucha do woreczka. Gazy z jelita przechodzą do krwi i są wydychane przez płuca. Jeśli stężenie wodoru rośnie wcześnie, zanim cukier mógł dotrzeć do jelita grubego, oznacza to, że fermentuje on już w jelicie cienkim.

Trzy gazy, trzy zaburzenia. Wodór wskazuje na klasyczny przerost bakteryjny. Podwyższony metan to osobny stan, nazywany dziś przerostem metanogenów jelitowych (IMO). Metan nie pochodzi od bakterii, tylko od archeonów, głównie Methanobrevibacter smithii, i częściej wiąże się z zaparciami niż z biegunką. Tu sama rifaksymina działa słabiej: w połączeniu z neomycyną metan znikał u około 87% chorych [3]. Nowsze aparaty mierzą też siarkowodór, związany ze szczególnym rodzajem nadprodukcji gazów.

Glukoza czy laktuloza. W metaanalizie z 2026 r. oba warianty porównano z hodowlą treści jelita cienkiego, uznawaną za złoty standard [3]:

Test glukozowy jest więc dokładniejszy, choć może przeoczyć przerost w dalszych częściach jelita cienkiego [3]. Wynik zaburza też złe przygotowanie: antybiotyki w ostatnich tygodniach, ciężkostrawna kolacja w przeddzień, palenie papierosów przed badaniem.

Test i sekwencjonowanie się uzupełniają. U osób z SIBO potwierdzonym hodowlą udział gammaproteobakterii w dwunastnicy wyraźnie korelował z ilością wodoru wydychanego w teście laktulozowym [5]. Jednocześnie test był dodatni tylko u 4 z 7 takich pacjentów [5]. Test oddechowy odpowiada na pytanie, czy coś fermentuje za wcześnie. Sekwencjonowanie odpowiada na pytanie, kto to robi i czego brakuje.

Co widać w sekwencjonowaniu

Sekwencjonowanie DNA bakterii pokazało, że SIBO to nie „cofnięcie się” flory z jelita grubego, lecz zubożały ekosystem, w którym kilka gatunków proteobakterii wypiera resztę. Rifaksymina ten obraz na chwilę wycisza, ale go nie przebudowuje.

Przez dekady SIBO diagnozowano hodowlą albo testem oddechowym. Sekwencjonowanie genu 16S rRNA, a potem całych metagenomów, pozwoliło po raz pierwszy zobaczyć, kto tam właściwie rośnie.

Mniej gatunków, więcej proteobakterii. W badaniu treści dwunastnicy od 140 osób u pacjentów z SIBO proteobakterii było ponad czterokrotnie więcej, a bakterii z typu Firmicutes wyraźnie mniej niż u osób bez przerostu [5]. Im więcej proteobakterii, tym niższa różnorodność całej społeczności [5]. Wzrost rodziny Enterobacteriaceae korelował z nasileniem wzdęć [5].

Kilku dominujących graczy. Kolejne badanie tej grupy, obejmujące już 483 osoby, połączyło hodowlę z sekwencjonowaniem [6]. Wraz z narastaniem przerostu różnorodność spadała stopniowo, a rosły udziały Escherichia i Klebsiella [6]. Sekwencjonowanie metagenomowe wykazało, że zaledwie dwa szczepy E. coli i dwa gatunki Klebsiella stanowiły około 40% wszystkich bakterii w dwunastnicy osób z SIBO [6]. Mikroby te miały wzmocnione szlaki fermentacji cukrów oraz produkcji wodoru i siarkowodoru, a ich obecność wiązała się z bólem brzucha, biegunką i wzdęciami [6]. Spadała też „łączność sieci”, czyli liczba powiązań między gatunkami, które normalnie się wzajemnie kontrolują [6].

Intruzi wypierają mieszkańców. Analiza ilościowa 250 próbek z dwunastnicy wskazała grupę „rozbijaczy” (Klebsiella, Escherichia, Enterococcus, Clostridium), które wypierają ścisłe beztlenowce typowe dla zdrowego jelita cienkiego [7]. Ich bezwzględna ilość, a nie tylko udział procentowy, wiązała się z ciężkością objawów [7]. To samo badanie pokazało, że część bakterii dwunastnicy pochodzi z jamy ustnej [7].

Co zmienia rifaksymina? Najbardziej wiarygodne dane pochodzą z dużego badania TARGET 3 u osób z zespołem jelita drażliwego z biegunką. Po dwóch tygodniach leczenia w kale zmniejszył się udział siedmiu grup bakterii, w tym Enterobacteriaceae [9]. Zmiany były jednak umiarkowane i przemijające: pod koniec obserwacji, do 46 tygodni, skład mikrobiomu był niemal taki jak przed leczeniem [9]. Innymi słowy, lek przycina przerośnięte gałęzie, ale nie sadzi tego, czego brakuje. Bez nowych gatunków i odbudowanych powiązań ekosystem wraca do punktu wyjścia, a wraz z nim przerost.

Uwaga na próbkę kału. Mikrobiom kałowy nie jest lustrem jelita cienkiego. W badaniu porównującym błonę śluzową dwunastnicy, jelita krętego, esicy i kał zaburzenia u osób z SIBO były wyraźne w śluzówce, ale nie w kale [8]. Badanie kału nie służy więc do rozpoznania SIBO. Pokazuje za to stan „lasu” w jelicie grubym: różnorodność, producentów maślanu, obecność bakterii zapalnych. To właśnie te informacje są potrzebne, żeby zaplanować odbudowę ekosystemu po leczeniu.

Eradykacja to dopiero połowa pracy

Leczenie SIBO ma sens wtedy, gdy po antybiotyku następuje etap odbudowy, a przyczyna przerostu zostaje znaleziona i usunięta. Sama rifaksymina to jak skoszenie chwastów bez zmiany gleby.

W praktyce oznacza to kilka kroków, które warto omówić z lekarzem:

1. Szukanie przyczyny. Ocena perystaltyki, przegląd przyjmowanych leków (zwłaszcza inhibitorów pompy protonowej), wykluczenie chorób tarczycy, celiakii czy powikłań po operacjach brzusznych.
2. Ochrona „miotły” jelitowej. Przerwy między posiłkami pozwalają działać wędrującemu kompleksowi motorycznemu. U części chorych lekarz rozważa leki prokinetyczne.
3. Odbudowa ekosystemu. Stopniowe wprowadzanie błonnika i różnorodnych roślin po okresie diety ograniczającej fermentację, tak by „las” w jelicie grubym odzyskał producentów maślanu.
4. Terapia konsolidująca. W badaniu z randomizacją u osób z zespołem jelita drażliwego, które dobrze odpowiedziały na rifaksyminę, czterotygodniowa kuracja probiotyczna obniżyła odsetek nawrotów z 58% do 40% [10]. U osób z nawrotem sekwencjonowanie pokazywało odmienny profil bakterii niż u tych, które utrzymały remisję [10]. To badanie dotyczyło IBS, a nie wyłącznie SIBO, ale dobrze ilustruje zasadę: po „czyszczeniu” trzeba zasiać coś nowego.
5. Pomiar zamiast zgadywania. Sekwencjonowanie mikrobiomu przed leczeniem i kilka miesięcy po nim pozwala sprawdzić, czy różnorodność wraca, czy znikają nadreprezentowane proteobakterie i czy pojawiają się bakterie, których brakowało.

SIBO coraz częściej opisuje się jako stan przewlekły i nawracający, a nie jednorazową infekcję. Rifaksymina pozostaje cennym narzędziem: bezpiecznym, dobrze tolerowanym i skutecznym w krótkim okresie. Trwały efekt daje jednak dopiero połączenie trzech rzeczy: usunięcia przyczyny, odbudowy ekosystemu i obiektywnej kontroli tego, co faktycznie żyje w jelitach.

Artykuł ma charakter edukacyjny i nie zastępuje konsultacji lekarskiej.

Opracował: dr n. med. Mateusz Adamski

Literatura

1. Leite G, et al. Mapping the segmental microbiomes in the human small bowel in comparison with stool: a REIMAGINE study. Dig Dis Sci. 2020. doi:10.1007/s10620-020-06173-x
2. Gatta L, et al. Systematic review with meta-analysis: rifaximin is effective and safe for the treatment of small intestine bacterial overgrowth. Aliment Pharmacol Ther. 2017. doi:10.1111/apt.13928
3. Choudhary AK, et al. SIBO and intestinal methanogen overgrowth: breath test performance, treatment response, and relapse – a systematic review and meta-analysis. Egypt J Intern Med. 2026. doi:10.1186/s43162-026-00646-7
4. Lauritano EC, et al. Small intestinal bacterial overgrowth recurrence after antibiotic therapy. Am J Gastroenterol. 2008. doi:10.1111/j.1572-0241.2008.02030.x
5. Leite G, et al. The duodenal microbiome is altered in small intestinal bacterial overgrowth. PLoS One. 2020. doi:10.1371/journal.pone.0234906
6. Leite G, et al. Defining small intestinal bacterial overgrowth by culture and high throughput sequencing. Clin Gastroenterol Hepatol. 2023. doi:10.1016/j.cgh.2023.06.001
7. Barlow JT, et al. Quantitative sequencing clarifies the role of disruptor taxa, oral microbiota, and strict anaerobes in the human small-intestine microbiome. Microbiome. 2021. doi:10.1186/s40168-021-01162-2
8. Li J, et al. Mucosa-associated microbial profile is altered in small intestinal bacterial overgrowth. Front Microbiol. 2021. doi:10.3389/fmicb.2021.710940
9. Fodor AA, et al. Rifaximin is associated with modest, transient decreases in multiple taxa in the gut microbiota of patients with diarrhoea-predominant irritable bowel syndrome. Gut Microbes. 2018. doi:10.1080/19490976.2018.1460013

Zhong J, et al. Consolidation therapy of probiotics with rifaximin prevent relapse in rifaximin-responsive diarrhea-predominant irritable bowel syndrome: a multicenter randomized clinical trial. J Gastroenterol Hepatol. 2026. doi:10.1111/jgh.70672

Czym jest przerost grzybiczy jelita cienkiego, dlaczego wodorowo-metanowy test oddechowy go nie wykrywa i co naprawdę może pokazać sekwencjonowanie DNA

Test w normie, a brzuch dalej boli

Część osób z wzdęciami i bólami brzucha ma prawidłowy test oddechowy albo po skutecznym leczeniu SIBO nadal czuje się źle. Jednym z możliwych wyjaśnień jest SIFO, czyli przerost grzybów w jelicie cienkim. To rozpoznanie wciąż słabo zbadane, ale ma jedną ważną cechę praktyczną: test oddechowy go nie widzi.

SIFO (ang. small intestinal fungal overgrowth) to stan, w którym w jelicie cienkim rośnie za dużo grzybów, najczęściej drożdżaków z rodzaju Candida. Objawy są takie same jak przy przeroście bakteryjnym: odbijanie, wzdęcia, niestrawność, nudności, biegunka i gazy [1]. Po samych objawach nie da się więc odróżnić SIFO od SIBO.

W tym artykule wyjaśniam, co naprawdę wiadomo o SIFO, dlaczego standardowy test wodorowo-metanowy jest na grzyby ślepy i co w tej sprawie może, a czego nie może, powiedzieć sekwencjonowanie DNA mikroorganizmów.

Grzyby w jelitach: mniej, niż się wydaje

Grzyby stanowią drobną i niestabilną część mikrobiomu jelitowego. Duża ich część to „pasażerowie”, którzy trafiają do jelit z jedzeniem i z jamy ustnej, a nie stali mieszkańcy.

W kale zdrowych uczestników amerykańskiego projektu Human Microbiome Project różnorodność grzybów okazała się znacznie niższa niż bakterii, a dominowały drożdżaki: Saccharomyces, Malassezia i Candida [2]. Skład grzybów zmieniał się mocno w czasie, nawet u tej samej osoby, czego u bakterii zwykle się nie obserwuje [2].

Kolejne badanie tego zespołu poszło krok dalej. Ochotnicy jedli kolejno kilka ściśle określonych diet, a badacze porównywali grzyby w kale, ślinie i jedzeniu [3]. Wszystkie grzyby wykryte w kale dało się wyjaśnić tym, co było w diecie albo w jamie ustnej [3]. Drożdże piekarskie (Saccharomyces cerevisiae) praktycznie znikały z kału, gdy z diety usunięto pieczywo i inne produkty z drożdżami, a ilość Candida albicans wyraźnie spadała, gdy ochotnicy częściej myli zęby [3]. W modelu jelita w bioreaktorze grzyby zasiedlały ekosystem tym łatwiej, im niższa była różnorodność bakterii: najlepiej radziły sobie w mikrobiocie dzieci, osób z chorobą Crohna i po antybiotyku [4].

Ten ostatni wynik jest kluczem do zrozumienia SIFO. W zdrowym ekosystemie bakterie skutecznie nie dopuszczają grzybów do głosu. Kiedy bakterii brakuje, na przykład po antybiotykach, drożdżaki dostają wolne miejsce.

Co wiadomo o SIFO

SIFO opisano w kilku badaniach jednego ośrodka u pacjentów z niewyjaśnionymi dolegliwościami jelitowymi. Wyniki są ciekawe, ale to wciąż za mało, żeby traktować SIFO jako dobrze poznaną chorobę.

Jak często. Najważniejsze badanie objęło 150 osób z przewlekłymi objawami i prawidłowymi wynikami endoskopii i badań obrazowych [5]. Pobierano im treść z dwunastnicy i hodowano z niej bakterie oraz grzyby. Przerost stwierdzono u 94 osób. Wśród nich 40% miało tylko SIBO, 26% tylko SIFO, a 34% przerost mieszany, bakteryjno-grzybiczy [5]. Za SIFO odpowiadały drożdżaki Candida [5].

Objawy nie pomagają. Profile objawów u osób z przerostem i bez niego były podobne. Autorzy wprost napisali, że rozpoznanie wymaga badania, bo objawy słabo przewidują przerost [5].

Czynniki ryzyka. W tym samym badaniu zarówno zaburzenia motoryki jelita cienkiego, jak i przyjmowanie inhibitorów pompy protonowej (IPP), czyli leków hamujących wydzielanie kwasu żołądkowego, niezależnie zwiększały ryzyko przerostu [5]. Kwas żołądkowy to naturalna bariera także dla grzybów: u osób z refluksem leczonych IPP w błonie śluzowej żołądka znacznie częściej znajdowano Candida [6]. Przeglądy wymieniają ponadto długie kuracje antybiotykami, sterydy i osłabienie odporności [7].

Po operacjach jelita grubego. U pacjentów po usunięciu części jelita grubego przerost mieszany SIBO i SIFO występował trzykrotnie częściej niż w grupie porównawczej (24% wobec 8%) [8]. Hodowle wykazały głównie Candida albicans, rzadziej Candida glabrata [8].

Wszystkie te dane pochodzą jednak z wyspecjalizowanego ośrodka, do którego trafiali najtrudniejsi pacjenci, a hodowla treści jelita cienkiego nie jest metodą ustandaryzowaną. Autorzy przeglądu poświęconego SIFO podkreślają, że kliniczne znaczenie przerostu grzybiczego wymaga dalszych badań [1].

Dlaczego test oddechowy nie widzi grzybów

Wodorowo-metanowy test oddechowy mierzy gazy, które produkują bakterie i archeony. Drożdżaki fermentują cukry do innych produktów, więc ich przerost nie zmienia wyniku testu.

Co mierzy test. Po wypiciu roztworu glukozy lub laktulozy pacjent co kilkanaście minut dmucha do woreczka, a aparat oznacza wodór i metan. Wodór powstaje przy fermentacji bakteryjnej, metan wytwarzają archeony, które ten wodór zużywają. Wczesny wzrost tych gazów świadczy o tym, że cukier fermentuje już w jelicie cienkim.

Co robią drożdże. Drożdżaki, takie jak Candida czy Saccharomyces, rozkładają cukry głównie do alkoholu etylowego i dwutlenku węgla. Wodoru ani metanu w istotnych ilościach nie produkują. Skrajnym przykładem jest rzadki zespół autobrowaru: drożdże w przewodzie pokarmowym przerabiają węglowodany na tyle alkoholu, że pacjent bywa nietrzeźwy, choć nie pił [9]. W opisanym przypadku zaczęło się po długiej antybiotykoterapii, a z treści jelita cienkiego i kątnicy wyhodowano Candida albicans i Candida parapsilosis [9]. Rozpoznanie postawiono nie testem wodorowym, tylko obciążeniem węglowodanami z pomiarem alkoholu we krwi i hodowlą z endoskopii [9].

Co z tego wynika w praktyce.

• Prawidłowy test oddechowy nie wyklucza SIFO.
• Dodatni test nie wyklucza grzybów. Co trzeci przerost w cytowanym badaniu był mieszany [5], a test pokaże wtedy tylko część bakteryjną.
• Jedyną uznaną metodą rozpoznania SIFO jest ilościowa hodowla treści pobranej z jelita cienkiego podczas endoskopii [6, 7].
• Antybiotyk usuwa bakterie, które konkurują z drożdżakami. Jeśli po skutecznym leczeniu SIBO test się normalizuje, a objawy trwają, warto rozważyć z lekarzem, czy problem nie przesunął się z bakterii na grzyby.

Co może pokazać sekwencjonowanie

Sekwencjonowanie nie zastąpi hodowli w rozpoznaniu SIFO, ale pokazuje coś, czego nie pokaże ani test oddechowy, ani hodowla: cały ekosystem, w którym grzyby rosną albo nie.

Dwa geny, dwa światy. Bakterie i archeony bada się przez sekwencjonowanie genu 16S rRNA. Grzyby tego genu nie mają. Ich odpowiednikiem jest gen 18S rRNA, który występuje u wszystkich organizmów mających jądro komórkowe. Wynik samego 16S może więc być zupełnie prawidłowy u osoby z dużą ilością drożdżaków. Dopiero badanie 16S i 18S z tej samej próbki pokazuje jednocześnie bakterie i grzyby, a więc także proporcje między nimi.

Dlaczego 18S. W pracy z 2019 r. porównano pięć zestawów starterów do badania grzybów jelitowych: dla genów 18S i 28S rRNA oraz dla regionów ITS1 i ITS2 [10]. Testowano je na mieszaninie znanych gatunków grzybów i na próbkach kału. Najlepiej wypadł 18S: wychwycił wszystkie gatunki z mieszaniny i pozwolił je od siebie odróżnić [10]. Startery ITS dawały przekłamania zarówno przy powielaniu DNA, jak i przy odczycie, bo fragment ITS ma u różnych grzybów bardzo różną długość [10]. Autorzy zwracają też uwagę, że popularne startery ITS źle pasują do części grzybów ważnych dla człowieka, w tym drożdżaków z klasy Saccharomycetes i rodzaju Malassezia [10].

Dlaczego prawie cały gen. Gen 18S ma u grzybów około 1800 par zasad. Składa się z odcinków bardzo stałych, do których dobrze przyczepiają się uniwersalne startery, oraz z kilku odcinków zmiennych, które odróżniają od siebie organizmy. Typowe sekwencjonowanie krótkich odczytów obejmuje tylko jeden lub dwa zmienne odcinki, a to za mało, żeby pewnie rozróżniać gatunki. Stąd bierze się częsty zarzut, że 18S ma słabą rozdzielczość [10]. Sekwencjonowanie długich odczytów pozwala odczytać prawie cały gen naraz, ze wszystkimi zmiennymi odcinkami. W badaniu protistów środowiskowych porównującym obie metody pełny 18S rozpoznał 84% rodzajów, a krótkie fragmenty V4 i V8–V9 odpowiednio 76% i 71% [11]. Ograniczeniem pozostają bazy referencyjne, w których nie dla wszystkich organizmów są już pełne sekwencje 18S [11].

Co jeszcze widać. Gen 18S ma stałą długość i pozwala przy okazji wykryć inne drobnoustroje eukariotyczne, na przykład pierwotniaka Blastocystis, często obecnego w jelitach [2, 11]. Region ITS bywa alternatywą i też, w połączeniu z badaniem bakterii, daje informację o składzie grzybów. Grzybów jest w kale tak mało, że w ogólnym sekwencjonowaniu metagenomowym łatwo giną wśród bakterii, dlatego bada się je osobnym, ukierunkowanym markerem.

Wynik z kału trzeba czytać ostrożnie. Skoro wiele grzybów w kale pochodzi z jedzenia i ze śliny [3], wysoki udział Saccharomyces często oznacza po prostu chleb, piwo albo suplement z drożdżami, a nie przerost. Liczy się też miejsce: w dużym badaniu dzieci z Afryki zespół grzybów i innych drobnoustrojów eukariotycznych wyraźnie różnił się między żołądkiem, dwunastnicą a kałem [12]. Badanie kału opisuje więc przede wszystkim jelito grube i to, co przez przewód pokarmowy przechodzi, a nie bezpośrednio jelito cienkie.

Co wnosi do obrazu. Połączenie 16S i 18S pozwala ocenić, czy ekosystem sprzyja drożdżakom. Niska różnorodność bakterii, brak producentów maślanu i wyraźna przewaga Candida wśród grzybów to układ, w którym według badań laboratoryjnych C. albicans ma najłatwiej [4]. Grzyby mogą też mieć znaczenie poza samym przerostem. U osób z zespołem jelita drażliwego skład grzybów w kale różnił się od zdrowych, a w modelu zwierzęcym to grzyby podtrzymywały nadwrażliwość jelit na ból, którą leki przeciwgrzybicze obniżały [13].

Pomiar zamiast zgadywania. Sekwencjonowanie 16S i 18S powtórzone po leczeniu pokazuje, czy wraca różnorodność bakterii, które w zdrowym jelicie trzymają grzyby w ryzach. Test oddechowy tej informacji nie daje, a domowe „testy na kandydozę”, na przykład ze śliną w szklance wody, nie mają żadnego uzasadnienia naukowego.

Leczenie: ostrożnie i z planem

Leki przeciwgrzybicze mogą pomóc osobom z potwierdzonym SIFO, ale dowody na ich skuteczność są skąpe. Leczenie „na ślepo”, bez rozpoznania, łatwo rozmija się z przyczyną.

Przegląd poświęcony SIFO zaleca obecnie 2–3-tygodniową kurację lekiem przeciwgrzybiczym, zaznaczając, że brakuje danych o tym, czy prowadzi ona do trwałego usunięcia grzybów [1]. W badaniu pacjentów po operacjach jelita grubego stosowano głównie flukonazol. Spośród czterech osób z samym SIFO u jednej nie było poprawy, a u trzech poprawa wyniosła od 33% do 70% [8]. To zbyt mało, by wyciągać mocne wnioski. Leki przeciwgrzybicze wchodzą też w interakcje z wieloma innymi lekami, więc ich dobór zawsze należy do lekarza.

W praktyce warto omówić z lekarzem kilka kroków:

1. Przy uporczywych objawach i prawidłowym teście oddechowym albo przy braku poprawy po antybiotyku zapytać o możliwość pobrania i hodowli treści jelita cienkiego, także w kierunku grzybów.
2. Szukanie przyczyny. Przegląd leków, zwłaszcza IPP, sterydów i powtarzanych antybiotyków [4, 5, 6], oraz ocena motoryki jelit.
3. Przeglądy wskazują, że dieta bogata w cukry proste, a uboga w błonnik może sprzyjać przerostom bakteryjnym i grzybiczym [7]. Nie oznacza to restrykcyjnej „diety antygrzybiczej”, tylko ograniczenie słodyczy przy zachowaniu różnorodnych roślin.
4. Odbudowa bakterii. Skoro to bakterie najskuteczniej ograniczają drożdżaki [4], celem po leczeniu jest przywrócenie ich różnorodności, a nie samo „wybicie” grzybów.
5. Kontrola efektu. Sekwencjonowanie bakterii (16S) i grzybów (18S) przed leczeniem i kilka miesięcy po nim pozwala sprawdzić, czy ekosystem rzeczywiście się zmienił.

SIFO to hipoteza kliniczna z obiecującymi, ale nielicznymi danymi. Pewne jest natomiast, że grzyby są niewidoczne w teście oddechowym i w samym sekwencjonowaniu 16S. Żeby je zobaczyć, trzeba do badania bakterii dołączyć sekwencjonowanie 18S. Kto szuka przyczyny przewlekłych dolegliwości jelitowych, powinien wiedzieć, że brak wyniku w tych badaniach nie oznacza braku grzybów, a sam wynik dotyczący grzybów w kale nie oznacza jeszcze choroby.

Artykuł ma charakter edukacyjny i nie zastępuje konsultacji lekarskiej.

Opracował: dr n. med. Mateusz Adamski

Literatura

1. Erdogan A, Rao SSC. Small intestinal fungal overgrowth. Curr Gastroenterol Rep. 2015. doi:10.1007/s11894-015-0436-2
2. Nash AK, et al. The gut mycobiome of the Human Microbiome Project healthy cohort. Microbiome. 2017. doi:10.1186/s40168-017-0373-4
3. Auchtung TA, et al. Investigating colonization of the healthy adult gastrointestinal tract by fungi. mSphere. 2018. doi:10.1128/mSphere.00092-18
4. Marsaux B, et al. The intricate connection between bacterial α-diversity and fungal engraftment in the human gut of healthy and impaired individuals as studied using the in vitro SHIME® model. J Fungi. 2023. doi:10.3390/jof9090877
5. Jacobs C, et al. Dysmotility and proton pump inhibitor use are independent risk factors for small intestinal bacterial and/or fungal overgrowth. Aliment Pharmacol Ther. 2013. doi:10.1111/apt.12304
6. Shi Y, et al. Proton pump inhibitors induced fungal dysbiosis in patients with gastroesophageal reflux disease. Front Cell Infect Microbiol. 2023. doi:10.3389/fcimb.2023.1205348
7. Soliman N, et al. Small intestinal bacterial and fungal overgrowth: health implications and management perspectives. Nutrients. 2025. doi:10.3390/nu17081365
8. Rao SSC, et al. Does colectomy predispose to small intestinal bacterial (SIBO) and fungal overgrowth (SIFO)? Clin Transl Gastroenterol. 2018. doi:10.1038/s41424-018-0011-x
9. Malik F, et al. Case report and literature review of auto-brewery syndrome: probably an underdiagnosed medical condition. BMJ Open Gastroenterol. 2019. doi:10.1136/bmjgast-2019-000325
10. Frau A, et al. DNA extraction and amplicon production strategies deeply influence the outcome of gut mycobiome studies. Sci Rep. 2019. doi:10.1038/s41598-019-44974-x
11. Gaonkar CC, Campbell L. A full-length 18S ribosomal DNA metabarcoding approach for determining protist community diversity using Nanopore sequencing. Ecol Evol. 2024. doi:10.1002/ece3.11232
12. Vonaesch P, et al. The eukaryome of African children is influenced by geographic location, gut biogeography, and nutritional status. microLife. 2023. doi:10.1093/femsml/uqad033
13. Botschuijver S, et al. Intestinal fungal dysbiosis is associated with visceral hypersensitivity in patients with irritable bowel syndrome and rats. Gastroenterology. 2017. doi:10.1053/j.gastro.2017.06.004

Choroba Leśniowskiego-Crohna i wrzodziejące zapalenie jelita grubego – czym są, skąd się biorą i jak się je dziś leczy

Biegunka, która nie mija po kilku dniach. Ból brzucha budzący w nocy. Krew w stolcu, spadek masy ciała, przewlekłe zmęczenie. U kilku milionów Europejczyków za takimi objawami stoją nieswoiste choroby zapalne jelit (NChZJ) – choroby, w których układ odpornościowy przez lata atakuje własny przewód pokarmowy. Kiedyś uważane za rzadkość, dziś należą do najszybciej rozprzestrzeniających się chorób przewlekłych na świecie [1, 2].

Do tej grupy należą dwie główne jednostki: choroba Leśniowskiego-Crohna oraz wrzodziejące zapalenie jelita grubego (WZJG). Mają wiele wspólnego, ale różnią się miejscem, w którym toczy się zapalenie, jego głębokością i przebiegiem. Wyjaśniamy, czym są, skąd się biorą i jak się je dziś leczy.

Dwie choroby, jedna rodzina

Polska nazwa „choroba Leśniowskiego-Crohna” przypomina, że jej opis ma polski rozdział. Warszawski chirurg Antoni Leśniowski opisał zmiany zapalne jelita już w 1904 roku, niemal trzy dekady przed amerykańskim lekarzem Burrillem Crohnem, którego publikacja z 1932 roku nadała chorobie nazwę na świecie.

Choroba Leśniowskiego-Crohna może zająć dowolny odcinek przewodu pokarmowego – od jamy ustnej aż po odbyt. Najczęściej dotyczy końcowego odcinka jelita cienkiego i początku jelita grubego. Jej znakiem rozpoznawczym są zmiany „skokowe”: chore fragmenty przeplatają się ze zdrowymi. Zapalenie jest przy tym pełnościenne, czyli obejmuje całą grubość ściany jelita [3, 5].

To właśnie głębokość zapalenia odpowiada za typowe powikłania. Wyróżnia się trzy postacie choroby: zapalną, zwężającą (gdy blizny zwężają światło jelita) i penetrującą (gdy powstają przetoki – nieprawidłowe kanały łączące jelito z innymi narządami lub skórą). Nawet u co trzeciego chorego pojawiają się zmiany w okolicy odbytu [5].

Wrzodziejące zapalenie jelita grubego ogranicza się do okrężnicy i odbytnicy. Zapalenie zaczyna się w odbytnicy i może szerzyć się w górę jelita w sposób ciągły, bez zdrowych przerw. Dotyczy wyłącznie błony śluzowej, czyli wewnętrznej wyściółki jelita. Typowym objawem jest krwista biegunka [4].

Obie choroby przebiegają z okresami zaostrzeń (rzutów) i wyciszenia (remisji). Obie mogą też dawać objawy poza jelitami: zapalenie stawów, zmiany skórne, zapalenie oka czy choroby dróg żółciowych [3].

Choroba cywilizacji, która obiega świat

NChZJ to choroby społeczeństw uprzemysłowionych. Największy przegląd badań populacyjnych, opublikowany w „The Lancet”, objął 147 prac z całego świata. Najwyższą częstość odnotowano w Europie i Ameryce Północnej: w Norwegii WZJG chorowało około 505 osób na 100 tysięcy, w Niemczech chorobę Leśniowskiego-Crohna miało około 322 osób na 100 tysięcy [1].

W krajach zachodnich liczba nowych zachorowań przestała gwałtownie rosnąć. Od 1990 roku szybko przybywa ich natomiast w krajach, które niedawno przeszły industrializację – w Azji, Ameryce Południowej i Afryce. W Brazylii roczny przyrost zachorowań na chorobę Leśniowskiego-Crohna przekraczał 11% [1]. Kraje Europy Środkowo-Wschodniej, w tym Polska, także należą do regionów, gdzie częstość tych chorób w ostatnich dekadach rosła.

NChZJ zaczynają się zwykle w młodości, a nie skracają istotnie życia. Chorych więc z roku na rok przybywa, bo nowe przypadki dokładają się do już istniejących. Kanadyjski epidemiolog Gilaad Kaplan i współpracownicy przewidują, że w krajach wcześnie uprzemysłowionych w ciągu najbliższej dekady z NChZJ będzie żyć ponad 1% populacji [2]. To skala porównywalna z wieloma znacznie lepiej znanymi chorobami przewlekłymi.

Skąd się biorą? Geny, odporność, bakterie i styl życia

Nie ma jednej przyczyny NChZJ. Według obecnej wiedzy choroba rozwija się, gdy u osoby z genetyczną skłonnością czynniki środowiskowe zaburzą relację między układem odpornościowym a bakteriami jelitowymi [3].

Geny. Badania asocjacyjne całych genomów wskazały wiele regionów DNA związanych z ryzykiem NChZJ. Wiele z nich dotyczy tego, jak komórki rozpoznają bakterie, jak je trawią i jak szczelna jest bariera jelitowa. Najbardziej znany jest gen NOD2, którego warianty zwiększają ryzyko choroby Leśniowskiego-Crohna [3]. Geny ładują jednak broń, a nie pociągają za spust: większość nosicieli wariantów ryzyka nigdy nie zachoruje.

Układ odpornościowy. W zdrowym jelicie odporność toleruje biliony pożytecznych drobnoustrojów. W NChZJ ta równowaga się załamuje. Bariera nabłonkowa przepuszcza więcej, komórki odporności wrodzonej gorzej radzą sobie z bakteriami, a limfocyty efektorowe przeważają nad regulatorowymi. Efektem jest nadmiar cząsteczek zapalnych, takich jak TNF-α, interleukiny 12 i 23 [3]. To właśnie te cząsteczki stały się celem nowoczesnych leków.

Mikrobiom. U chorych na NChZJ skład bakterii jelitowych jest wyraźnie zmieniony – zjawisko to nazywa się dysbiozą. Zmniejsza się różnorodność mikrobioty i liczba bakterii produkujących maślan, krótkołańcuchowy kwas tłuszczowy odżywiający komórki jelita. Należą do nich m.in. Faecalibacterium prausnitzii i Roseburia. Przybywa natomiast bakterii z rodziny Enterobacteriaceae, np. pałeczek Escherichia coli [6, 7].

Mechanizm tej zmiany jest ciekawy. Komórki zdrowego jelita, spalając maślan, zużywają tlen i utrzymują wnętrze jelita w warunkach beztlenowych. Gdy brakuje bakterii produkujących maślan, do światła jelita przenika więcej tlenu. Uprzywilejowane stają się wtedy bakterie tolerujące tlen – właśnie te prozapalne [7].

Największe dotąd badanie tego typu, prowadzone w ramach amerykańskiego projektu Integrative Human Microbiome Project, śledziło 132 osoby przez rok i analizowało niemal 3000 próbek. Okazało się, że w czasie zaostrzeń przybywa bakterii tolerujących tlen kosztem ścisłych beztlenowców, a skład mikrobioty staje się bardziej niestabilny [6]. Wciąż nie wiadomo jednak w pełni, czy dysbioza jest przyczyną zapalenia, jego skutkiem, czy – najpewniej – jednym i drugim naraz.

Środowisko. Szybki wzrost zachorowań w krajach rozwijających się pokazuje, że same geny nie wystarczą – pula genów nie zmienia się w ciągu jednego pokolenia. Przegląd Europejskiej Organizacji Crohna i Colitis (ECCO) z 2024 roku wymienia jako czynniki ryzyka palenie tytoniu, antybiotyki, niesteroidowe leki przeciwzapalne, doustną antykoncepcję, infekcje i żywność ultraprzetworzoną. Ochronnie działają karmienie piersią i dieta bogata w warzywa, owoce, ryby i błonnik [8]. Palenie szkodzi szczególnie w chorobie Leśniowskiego-Crohna – pogarsza też jej przebieg [8].

Objawy i diagnostyka: droga do rozpoznania

Objawy zależą od tego, gdzie toczy się zapalenie. W chorobie Leśniowskiego-Crohna dominują przewlekła biegunka, ból brzucha (często w prawym podbrzuszu), utrata masy ciała, nudności, a czasem gorączka [5]. U dzieci pierwszym sygnałem bywa zahamowanie wzrostu. W WZJG na pierwszy plan wysuwają się krwista biegunka, parcie na stolec i częste, naglące wypróżnienia [4].

Niepokój powinny budzić zwłaszcza objawy „alarmowe”: krew w stolcu, biegunka trwająca dłużej niż kilka tygodni, wybudzanie z powodu bólu lub wypróżnień, niezamierzone chudnięcie, niedokrwistość, gorączka bez innej przyczyny. Odróżnia je to od zespołu jelita drażliwego, w którym nie ma zapalenia ani uszkodzenia jelita.

Diagnostyka opiera się na kilku filarach. Badania krwi pokazują stan zapalny i niedobory. Oznaczenie kalprotektyny w kale – białka uwalnianego przez komórki zapalne – pozwala nieinwazyjnie odróżnić zapalenie jelit od zaburzeń czynnościowych. Rozstrzygające są jednak endoskopia z pobraniem wycinków do badania histopatologicznego oraz badania obrazowe, takie jak enterografia rezonansu magnetycznego czy USG jelit, które pozwalają ocenić jelito cienkie [3, 4, 5]. Konieczne jest też wykluczenie zakażeń, które mogą dawać podobny obraz.

Leczenie: od wyciszenia objawów do gojenia jelita

NChZJ to choroby przewlekłe – leczenie trwa latami, a często całe życie. Zmienił się jednak jego cel. Kiedyś wystarczało, by pacjent poczuł się lepiej. Dziś lekarze dążą do „głębokiej remisji”, czyli wygojenia błony śluzowej widocznego w kolonoskopii lub badaniu obrazowym. Chorzy, którzy ją osiągają, mają lepsze rokowanie i jakość życia w kolejnych latach [9].

Do dyspozycji jest kilka grup leków [4, 9]:

• Aminosalicylany (mesalazyna, sulfasalazyna) – podstawa leczenia łagodnych i umiarkowanych postaci WZJG; w chorobie Leśniowskiego-Crohna mają niewielkie znaczenie.
• Glikokortykosteroidy – szybko gaszą rzut, ale nie nadają się do długotrwałego stosowania z powodu działań niepożądanych, m.in. osteoporozy.
• Leki immunosupresyjne (tiopuryny, metotreksat) – służą utrzymaniu remisji i pozwalają odstawić sterydy.
• Leki biologiczne – przeciwciała wycelowane w konkretne cząsteczki zapalne: TNF-α (np. infliksymab, adalimumab), interleukiny 12/23 lub 23 (np. ustekinumab) albo integrynę α4β7, która kieruje limfocyty do jelita (wedolizumab).
• Małe cząsteczki – leki doustne, np. inhibitory kinaz JAK i modulatory receptora sfingozyno-1-fosforanu, blokujące przekazywanie sygnałów zapalnych w komórkach.

Coraz częściej u chorych z wysokim ryzykiem ciężkiego przebiegu leki biologiczne włącza się wcześnie, zamiast stopniowo eskalować leczenie po kolejnych niepowodzeniach. Chodzi o to, by zahamować zapalenie, zanim trwale uszkodzi jelito [9].

Leczenie chirurgiczne wciąż odgrywa ważną rolę. W chorobie Leśniowskiego-Crohna większość chorych w ciągu życia przechodzi operację, np. z powodu zwężenia lub przetoki. Zabieg nie wyleczy jednak choroby, która często nawraca w innym miejscu, dlatego po operacji leczenie trwa dalej [5].

W WZJG sytuacja jest inna. Usunięcie całego jelita grubego likwiduje chorobę jelitową. Przebieg jest zwykle łagodny lub umiarkowany, ale u 10–15% chorych bywa agresywny. Ryzyko nawrotu w ciągu 10 lat sięga 70–80%, a ryzyko usunięcia jelita grubego w ciągu 5–10 lat wynosi 10–15% [10]. Wygojenie błony śluzowej wiąże się z mniejszym ryzykiem operacji [10].

Dieta, mikrobiom i styl życia

Pacjenci często pytają, co mogą zrobić sami. Odpowiedź jest uczciwie umiarkowana: żadna dieta nie zastąpi leczenia, ale styl życia ma znaczenie.

Najmocniejszy dowód dotyczy palenia tytoniu – rzucenie palenia to jedna z najskuteczniejszych rzeczy, jakie może zrobić chory z chorobą Leśniowskiego-Crohna [8]. Wśród czynników dietetycznych badacze zwracają uwagę na żywność ultraprzetworzoną jako czynnik ryzyka oraz na dietę bogatą w błonnik, warzywa, owoce i ryby jako czynnik ochronny [8]. W okresie zaostrzenia, zwłaszcza przy zwężeniach jelita, błonnik bywa jednak źle tolerowany i dietę dobiera się indywidualnie.

Rośnie zainteresowanie terapiami celującymi w mikrobiom: probiotykami, przeszczepianiem mikrobioty kałowej i interwencjami żywieniowymi. Wyniki badań są obiecujące, zwłaszcza w WZJG, ale wciąż niejednoznaczne i nie stanowią standardu leczenia [7]. Analizy mikrobiomu, w tym sekwencjonowanie DNA bakterii jelitowych, pomagają zrozumieć chorobę i szukać nowych biomarkerów, ale nie zastępują endoskopii w rozpoznaniu.

Ważne są też rzeczy pozornie oczywiste: szczepienia (leki immunosupresyjne zwiększają ryzyko infekcji), kontrola gęstości kości, uzupełnianie niedoborów żelaza i witamin. Przy wieloletnim WZJG i chorobie Leśniowskiego-Crohna z zajęciem jelita grubego zaleca się regularną kolonoskopię w kierunku raka jelita grubego.

Podsumowanie

Nieswoiste choroby zapalne jelit to dziś nie egzotyczne schorzenia, lecz rosnący problem zdrowia publicznego. Choroba Leśniowskiego-Crohna i wrzodziejące zapalenie jelita grubego różnią się lokalizacją i głębokością zapalenia, ale łączy je wspólny mechanizm: zaburzony dialog między genami, układem odpornościowym, mikrobiomem i środowiskiem, w którym żyjemy.

Dobra wiadomość jest taka, że w ciągu ostatnich trzech dekad leczenie przeszło rewolucję. Leki biologiczne i małe cząsteczki pozwalają wielu chorym osiągnąć trwałą remisję i normalnie żyć, pracować i zakładać rodziny. Kluczem pozostaje wczesne rozpoznanie. Biegunka trwająca tygodniami, krew w stolcu czy niewyjaśnione chudnięcie to powód, by zgłosić się do lekarza, a nie czekać, aż „samo przejdzie”.

Opracował: dr n. med. Mateusz Adamski

Piśmiennictwo

1. Ng SC, Shi HY, Hamidi N, et al. Worldwide incidence and prevalence of inflammatory bowel disease in the 21st century: a systematic review of population-based studies. Lancet. 2017;390:2769–2778. doi:10.1016/S0140-6736(17)32448-0
2. Kaplan GG, et al. The global burden of inflammatory bowel disease: from 2025 to 2045. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 2025. doi:10.1038/s41575-025-01097-1
3. Baumgart DC, Sandborn WJ. Crohn’s disease. Lancet. 2012;380:1590–1605. doi:10.1016/S0140-6736(12)60026-9
4. Ungaro R, Mehandru S, Allen PB, et al. Ulcerative colitis. Lancet. 2017;389:1756–1770. doi:10.1016/S0140-6736(16)32126-2
5. Feuerstein JD, Cheifetz AS. Crohn disease: epidemiology, diagnosis, and management. Mayo Clin Proc. 2017;92:1088–1103. doi:10.1016/j.mayocp.2017.04.010
6. Lloyd-Price J, Arze C, Ananthakrishnan AN, et al. Multi-omics of the gut microbial ecosystem in inflammatory bowel diseases. Nature. 2019;569:655–662. doi:10.1038/s41586-019-1237-9
7. Andoh A, Nishida A. Alteration of the gut microbiome in inflammatory bowel disease. Digestion. 2023;104:16–23. doi:10.1159/000525925
8. Caron B, Honap S, Peyrin-Biroulet L. Epidemiology of inflammatory bowel disease across the ages in the era of advanced therapies. J Crohns Colitis. 2024;18(Suppl 2):ii3–ii15. doi:10.1093/ecco-jcc/jjae082
9. Hashash JG, et al. Medical management of inflammatory bowel diseases. BMJ. 2025. doi:10.1136/bmj-2025-079050
10. Fumery M, Singh S, Dulai PS, et al. Natural history of adult ulcerative colitis in population-based cohorts: a systematic review. Clin Gastroenterol Hepatol. 2018;16:343–356. doi:10.1016/j.cgh.2017.06.016

Co jest dobrze udokumentowane w związkach choroby Hashimoto z układem odpornościowym i bakteriami jelitowymi, a co wciąż pozostaje hipotezą

Dwie rzeczy są dobrze udokumentowane. Choroba Hashimoto jest chorobą układu odpornościowego. A układ odpornościowy jest w dużej mierze kształtowany przez bakterie jelitowe. Trzecie ogniwo — że to mikrobiom przyczynia się do Hashimoto — pozostaje na razie hipotezą. Badania widzą różnice w jelitach chorych, ale nie dowodzą, że bakterie chorobę wywołują. Przejdźmy ten łańcuch po kolei.

Pewne: Hashimoto to choroba układu odpornościowego

W Hashimoto układ odpornościowy traktuje własną tarczycę jak intruza. Limfocyty naciekają gruczoł, we krwi pojawiają się przeciwciała przeciw peroksydazie tarczycowej (anty-TPO) i tyreoglobulinie (anty-TG), a tkanka produkująca hormony stopniowo zanika. Lewotyroksyna uzupełnia brakujący hormon, ale nie wyłącza samej reakcji autoimmunologicznej.

Że problem leży w układzie odpornościowym, a nie tylko w gruczole, widać po tym, z czym Hashimoto współwystępuje. W badaniu ponad tysiąca nowo rozpoznanych pacjentów u dzieci i nastolatków najczęściej towarzyszyły jej cukrzyca typu 1 i celiakia, u dorosłych — choroby stawów i tkanki łącznej. W obu grupach często pojawiało się bielactwo, a liczba chorób współistniejących rosła z wiekiem [8]. W innym badaniu, obejmującym 370 osób z Hashimoto, ponad co czwarta (27,8%) miała co najmniej jedną dodatkową chorobę autoimmunologiczną, w tym po 9,5% celiakię i cukrzycę typu 1 [9]. Szczególnie wyraźne jest współwystępowanie z celiakią — chorobą, która rozgrywa się w jelicie [5].

Takie skupiska chorób oznaczają, że u części ludzi zawodzi coś ogólniejszego: mechanizm tolerancji wobec własnych tkanek.

Pewne: mikrobiom uczy układ odpornościowy tolerancji

Jelito to miejsce, w którym układ odpornościowy codziennie styka się z bilionami bakterii i uczy się, co tolerować, a co zwalczać. Bakterie są w tej nauce aktywnym uczestnikiem.

Kluczową rolę grają krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe (SCFA): maślan, propionian i octan, które bakterie wytwarzają z błonnika. W pracy opublikowanej w „Science” wykazano, że SCFA regulują liczebność i funkcję limfocytów T regulatorowych (Treg) w jelicie grubym myszy — komórek, które wygaszają nadmierne reakcje odpornościowe [6]. Kolejne lata badań potwierdziły, że SCFA wzmacniają barierę jelitową i działają na odporność także poza jelitem, a ich niedobór wiąże się z autoimmunizacją i alergiami [7]. Mniej bakterii produkujących maślan oznacza słabszy „hamulec” (Treg) i przewagę „gazu” — prozapalnych limfocytów Th17.

To jest dobrze ugruntowana immunologia, choć jej szczegółowe mechanizmy pochodzą głównie z modeli zwierzęcych.

Niepewne: mikrobiom a samo Hashimoto

Gdy porównuje się kał chorych z Hashimoto i osób zdrowych, różnice rzeczywiście się pojawiają [1, 2, 3]. Problem w tym, że nie układają się w spójny obraz. W jednym badaniu u chorych było mniej bakterii z rodzaju Bacteroides [1], w innym — więcej [2]. Metaanaliza ośmiu badań pokazała u chorych na Hashimoto większe bogactwo gatunkowe mikrobiomu niż u zdrowych [3], co nie pasuje do prostej narracji o „zubożałym” mikrobiomie.

Grupy badane są małe: 28 chorych i 16 zdrowych [1], 40 chorych i 53 zdrowych [2], w metaanalizie łącznie 196 pacjentów [3]. Wszystkie te badania to jednorazowe porównania, więc nie mówią, co było pierwsze — zmiana mikrobiomu czy choroba. A kierunek odwrotny jest realny: hormony tarczycy same wpływają na pracę jelit, a w jednym z badań skład bakterii różnił się w zależności od tego, czy pacjent przyjmował lewotyroksynę [2]. Autorzy przeglądu z 2025 roku podsumowują wprost: dane u ludzi pokazują powiązania, a nie związek przyczynowy [10].

Najbliżej dowodu przyczynowego jest model zwierzęcy. U myszy genetycznie podatnych na zapalenie tarczycy nadmiar jodu w diecie zmieniał mikrobiom, obniżał produkcję maślanu i przesuwał równowagę z Treg w stronę Th17 [4]. To ciekawy mechanizm, ale wciąż dotyczy myszy. Podobnie jest z dwiema popularnymi hipotezami. „Nieszczelne jelito” opiera się na podwyższonej zonulinie u chorych [2], a mimikra molekularna — na podobieństwie niektórych białek bakteryjnych do antygenów tarczycy. Obie są biologicznie wiarygodne, ale u ludzi nieudowodnione [10].

Jak to złożyć w całość

Uczciwe ujęcie jest takie: Hashimoto jest utratą tolerancji immunologicznej, a tolerancja jest w dużej mierze trenowana w jelicie przez bakterie i ich metabolity. Mikrobiom jest więc wiarygodnym kandydatem na jeden z modulatorów choroby, obok genetyki, jodu i innych czynników środowiska. Nie ma jednak „bakteryjnego podpisu” Hashimoto i nie wiadomo, czy zmiana mikrobiomu może zmienić przebieg choroby. Próby z probiotykami i dietą dają na razie niewielkie i krótkotrwałe efekty [10].

Co z tego wynika praktycznie? Po pierwsze, przy Hashimoto warto pamiętać o ryzyku innych chorób autoimmunologicznych, zwłaszcza celiakii i cukrzycy typu 1 — to jest najlepiej udokumentowana część tej historii. Po drugie, dieta bogata w błonnik karmi bakterie produkujące maślan i wspiera mechanizmy tolerancji opisane w immunologii — ale to wsparcie ogólnej równowagi odpornościowej, a nie leczenie tarczycy. Analiza mikrobiomu nie diagnozuje Hashimoto. Może natomiast pokazać, w jakim stanie jest ekosystem, który na co dzień uczy układ odpornościowy spokoju.

Opracował: dr n. med. Mateusz Adamski

Literatura

1. Zhao F, et al. Alterations of the gut microbiota in Hashimoto’s thyroiditis patients. Thyroid. 2018. doi:10.1089/thy.2017.0395
2. Cayres LCF, de Salis LVV, et al. Detection of alterations in the gut microbiota and intestinal permeability in patients with Hashimoto thyroiditis. Front Immunol. 2021;12:579140. doi:10.3389/fimmu.2021.579140
3. Gong B, et al. Association between gut microbiota and autoimmune thyroid disease: a systematic review and meta-analysis. Front Endocrinol. 2021. doi:10.3389/fendo.2021.774362
4. Gong B, et al. Effects of iodine intake on gut microbiota and gut metabolites in Hashimoto thyroiditis-diseased humans and mice. Commun Biol. 2024. doi:10.1038/s42003-024-05813-6
5. Knezevic J, et al. Thyroid-gut-axis: how does the microbiota influence thyroid function? Nutrients. 2020. doi:10.3390/nu12061769
6. Smith PM, et al. The microbial metabolites, short-chain fatty acids, regulate colonic Treg cell homeostasis. Science. 2013. doi:10.1126/science.1241165
7. Mann ER, et al. Short-chain fatty acids: linking diet, the microbiome and immunity. Nat Rev Immunol. 2024. doi:10.1038/s41577-024-01014-8
8. Ruggeri RM, et al. Autoimmune comorbidities in Hashimoto’s thyroiditis: different patterns of association in adulthood and childhood/adolescence. Eur J Endocrinol. 2017;176:133–141. doi:10.1530/EJE-16-0737
9. Sharma H, et al. Co-existence of type 1 diabetes and other autoimmune ailments in subjects with autoimmune thyroid disorders. Diabetes Metab Syndr. 2022. doi:10.1016/j.dsx.2022.102405
10. Arawker MH, et al. Microbiome mediated immune crosstalk on the gut-thyroid axis in autoimmune thyroid disease. Immunol Invest. 2025. doi:10.1080/08820139.2025.2593335

Dlaczego posiew bywa „jałowy” mimo objawów, skąd po antybiotyku wracają bakterie i czy mikrobiom pęcherza da się zmienić inaczej niż antybiotykiem

Przez ponad sto lat medycyna zakładała, że mocz zdrowego człowieka jest jałowy. Badania DNA bakterii z ostatnich kilkunastu lat pokazały, że to nieprawda — i to zmienia sposób, w jaki patrzymy na nawracające zakażenia dróg moczowych.

Znany scenariusz: pieczenie przy oddawaniu moczu, parcie, częste wizyty w toalecie. Lekarz zleca posiew, a wynik wraca z adnotacją „brak wzrostu”. Pacjentka (albo pacjent) słyszy, że „to nie infekcja”, choć objawy trwają. Po kilku tygodniach sytuacja się powtarza, czasem po kolejnym antybiotyku, czasem bez niego.

Nawracające zakażenia dróg moczowych (ZUM) to zwykle co najmniej dwa epizody w pół roku albo trzy w roku. Dotyczą głównie kobiet, ale u mężczyzn bywają trudniejsze — częściej wiążą się z prostatą, przerostem gruczołu czy cewnikowaniem. W obu grupach problemem jest to samo pytanie: dlaczego infekcja wraca i dlaczego standardowe badanie tak często jej nie widzi?

Posiew „jałowy”, sekwencjonowanie dodatnie

Standardowy posiew moczu ma prawie sto lat i został zaprojektowany do jednego celu: szybko wyhodować pałeczkę okrężnicy (E. coli) i kilka innych szybko rosnących bakterii. Nanosi się na płytkę jedną mikrolitrową kroplę moczu, inkubuje w tlenie przez dobę i uznaje za „dodatnie” dopiero duże liczby kolonii. Bakterie wolno rosnące, wymagające specjalnych podłoży albo nietolerujące tlenu po prostu nie mają szans się pokazać.

Pierwszy wyłom zrobił zespół z Chicago. W 2012 roku badacze pobrali mocz od kobiet na trzy sposoby: z mikcji, przez cewnik i przez nakłucie pęcherza przez powłoki brzuszne. W moczu z cewnika i z nakłucia — czyli bezpośrednio z pęcherza, z pominięciem cewki i skóry — sekwencjonowanie genu 16S rRNA wykazało bakterie, których posiew nie widział, i to zarówno u kobiet z objawami, jak i bez nich [1]. Rok później ten sam zespół pokazał, że to nie są martwe resztki DNA. Rozszerzony posiew (EQUC: więcej moczu, różne podłoża i atmosfery, dłuższa inkubacja) wyhodował bakterie z 80% próbek, a 92% z nich laboratorium kliniczne opisało wcześniej jako „brak wzrostu” [2]. Zidentyfikowano 35 rodzajów i 85 gatunków bakterii.

W nawracających ZUM ta różnica jest jeszcze wyraźniejsza. W koreańskim badaniu kobiet z nawracającym zapaleniem pęcherza sekwencjonowanie (NGS) wykryło bakterie w 82,4% próbek, a klasyczny posiew — w 16,4% [3]. Autorzy zauważyli też, że epizody pojedyncze i nawracające mają różne profile mikrobiologiczne, co sugeruje, że mogą to być odmienne procesy chorobowe.

U mężczyzn zjawisko wygląda podobnie, choć jest słabiej zbadane. W pracy z Loyola University bakterie wykryto w 39% próbek moczu pobranych cewnikiem, a odsetek rósł z nasileniem dolegliwości: 22% przy łagodnych objawach, 57% przy ciężkich [4]. Ta sama praca pokazała ważną rzecz metodyczną — mocz z mikcji u mężczyzn zawiera głównie bakterie cewki i nie oddaje tego, co jest w pęcherzu.

Trzeba tu uczciwie dodać zastrzeżenie. Mocz zawiera niewiele bakterii, więc sekwencjonowanie łatwo „widzi” także zanieczyszczenia z odczynników i z okolic ujścia cewki. Wynik dodatni w NGS nie oznacza automatycznie zakażenia. Oznacza natomiast, że „posiew jałowy” nie jest dowodem na brak bakterii.

Ciekawostka: pęcherz ma własny mikrobiom

Zbiór drobnoustrojów żyjących w drogach moczowych nazwano urobiomem. Nie jest to „gęsta dżungla” jak w jelicie — bakterii jest o rzędy wielkości mniej — ale różnorodność jest zaskakująca. W samym badaniu EQUC najczęściej hodowano pałeczki kwasu mlekowego (Lactobacillus), maczugowce (Corynebacterium), paciorkowce, promieniowce i gronkowce; obok nich Aerococcus, Gardnerella czy bifidobakterie [2]. Część z nich to beztlenowce, których standardowy posiew w ogóle nie szuka.

Urobiom kobiet i mężczyzn różni się. U zdrowych kobiet często dominują pałeczki kwasu mlekowego, a niektóre gatunki Lactobacillus mogą hamować wzrost E. coli [5]. To ten sam typ bakterii, który chroni pochwę — i nie przypadkiem, bo pęcherz, cewka i pochwa kobiety to sąsiadujące, wymieniające się bakteriami środowiska. U mężczyzn pałeczki kwasu mlekowego są obecne w cewce, ale ich obecność w pęcherzu jest niepewna; częściej opisuje się maczugowce i paciorkowce [5]. Ciekawe jest też to, że bakterie cewki mężczyzny i pochwy partnerki wpływają na siebie nawzajem [5] — urobiom jest więc po części sprawą pary, a nie jednej osoby.

Najważniejszy wniosek z tej części jest prosty: zdrowy pęcherz nie jest pusty. Jest zasiedlony, a ta społeczność bakterii najpewniej coś robi — choćby zajmuje miejsce, którego nie może wtedy zająć patogen.

Po antybiotyku: skąd biorą się „nowe” bakterie?

Antybiotyk działa na całą społeczność, nie tylko na sprawcę infekcji. Czyści pęcherz z patogenu, ale też z pałeczek kwasu mlekowego i innych komensali, które zajmowały miejsce. Po kuracji zostaje pusta nisza. Pytanie brzmi: kto zasiedli ją pierwszy?

Odpowiedź daje genomika. Zespół z Washington University śledził u pacjentów szczepy E. coli, Klebsiella i Proteus jednocześnie w kale i w moczu, porównując ich pełne genomy. Te same klony krążyły tam i z powrotem między jelitem a drogami moczowymi. Autorzy opisali trzy drogi nawrotu [6]:

1. Rozkwit bakterii w jelicie, a potem ponowne zasiedlenie pęcherza z tego samego rezerwuaru.
2. Nowe zakażenie z zewnątrz — innym szczepem.
3. Przetrwanie bakterii w samych drogach moczowych mimo leczenia.

Pierwsza droga jest szczególnie przewrotna. W dużym badaniu wieloośrodkowym u pacjentów, u których drogi moczowe były skolonizowane, ilość E. coli w jelicie rosła 7–14 dni po zakończeniu antybiotyku [7]. Szczepy z tych linii były przy tym bardziej oporne — na 11 z 23 testowanych leków. Innymi słowy: antybiotyk podany na pęcherz zaburza jelito, a jelito odsyła do pęcherza bakterie, często lepiej przygotowane na kolejną kurację.

Druga droga to okolica krocza, cewki i — u kobiet — pochwy. Jeśli antybiotyk wybił z pochwy pałeczki kwasu mlekowego, łatwiej tam o kolonizację bakteriami jelitowymi, a stąd do pęcherza jest kilka centymetrów.

Trzecia droga to rezerwuary w samych drogach moczowych. Badania na modelach zwierzęcych pokazują, że E. coli potrafi wnikać do komórek nabłonka pęcherza i przeczekiwać tam w uśpieniu, poza zasięgiem wielu antybiotyków. U mężczyzn klasycznym rezerwuarem jest prostata, do której część antybiotyków przenika słabo; stąd nawroty z tym samym szczepem, typowe dla przewlekłego bakteryjnego zapalenia gruczołu krokowego.

To wyjaśnia, dlaczego „nowe” bakterie po antybiotyku zwykle wcale nie są nowe. Najczęściej to stare bakterie wracające z jelita, krocza, pochwy albo z kryjówek w nabłonku i prostacie — na teren oczyszczony z konkurencji.

Czy mikrobiom moczu można zmienić czymś innym niż antybiotyk?

Intuicja podpowiada, że nie: probiotyku do moczu się nie połknie, bo z jelita do pęcherza nic bezpośrednio nie przechodzi. A antybiotyk dociera do pęcherza świetnie, bo wiele z nich jest wydalanych z moczem. Wygląda więc na to, że jedynym narzędziem jest to, które jednocześnie niszczy ochronną florę. Literatura pokazuje jednak, że do urobiomu prowadzą też drogi okrężne — przez sąsiednie ekosystemy, z których pęcherz się zasiedla.

Przez pochwę. Skoro pęcherz kobiety czerpie bakterie z pochwy, można zacząć od niej. W randomizowanym badaniu z placebo młode kobiety z nawracającymi ZUM po leczeniu ostrego epizodu stosowały dopochwowo Lactobacillus crispatus (preparat Lactin-V) przez 10 tygodni. Nawrót wystąpił u 15% kobiet z grupy probiotyku i 27% z grupy placebo [8]. Różnica nie osiągnęła istotności statystycznej, ale u kobiet, u których bakteria trwale się zagnieździła, ryzyko nawrotu spadło ponad dziesięciokrotnie. Wniosek: działa, jeśli się „przyjmie”, a to udaje się nie u każdej. U kobiet po menopauzie podobny cel — powrót pałeczek kwasu mlekowego — osiąga się miejscowym estrogenem.

Bezpośrednio do pęcherza. Probiotyk do moczu da się podać — tylko nie doustnie, lecz cewnikiem. Szwedzcy badacze celowo wprowadzali do pęcherza łagodny szczep E. coli 83972, wyizolowany od osoby z bezobjawowym bakteriomoczem. Taki szczep zajmuje niszę i nie dopuszcza groźniejszych rywali (tzw. interferencja bakteryjna). W badaniu z placebo u pacjentów z zaleganiem moczu czas do pierwszej infekcji wydłużył się z 5,7 do 11,3 miesiąca, a liczba epizodów spadła z 35 do 13 [9]. Metoda jest pracochłonna i sprawdzona głównie u chorych z zaburzonym opróżnianiem pęcherza, ale jest dowodem, że pęcherz można „zaszczepić” dobrą bakterią.

Przez jelito. Jeśli głównym rezerwuarem uropatogenów jest jelito, można wymienić rezerwuar. W pilotażowym badaniu 22 kobiety po menopauzie otrzymały przeszczep mikrobioty jelitowej w kapsułkach. W ciągu pół roku liczba epizodów ZUM spadła o 68%, a z jelita zniknęły wielooporne uropatogeny [10]. To badanie bez grupy kontrolnej i wymaga potwierdzenia, a przeszczep niesie własne ryzyko (opisano przeniesienie uropatogennej E. coli od dawcy).

Żadna z tych metod nie jest dziś standardem, a przeglądy podkreślają, że badania z pałeczkami kwasu mlekowego były małe i niejednorodne [5]. Ale teza, że jedynym sposobem wpływu na mikrobiom moczu jest antybiotyk, nie wytrzymuje zderzenia z danymi. Precyzyjniej: antybiotyk to jedyne narzędzie, które działa w pęcherzu szybko i bezpośrednio. Pozostałe działają wolniej i okrężną drogą — przez pochwę, jelito albo celowe zasiedlenie pęcherza.

Podsumowanie

Nawracające zakażenia dróg moczowych coraz częściej opisuje się nie jako serię osobnych infekcji, lecz jako zaburzenie ekosystemu. Mocz nie jest jałowy: żyje w nim zróżnicowana społeczność bakterii, inna u kobiet i u mężczyzn. Standardowy posiew widzi tylko jej drobny wycinek, dlatego wynik „brak wzrostu” przy uporczywych objawach nie zamyka diagnostyki. Antybiotyk leczy ostry epizod, ale opróżnia niszę, którą potem zasiedlają bakterie z jelita, krocza, pochwy lub ukrytych rezerwuarów — często bardziej oporne niż poprzednio.

Praktyczny wniosek dla pacjenta: przy nawrotach warto pytać nie tylko „jaki antybiotyk?”, ale też „skąd ta bakteria wraca?”. Dla lekarza: sekwencjonowanie pozwala zobaczyć to, czego posiew nie widzi, ale jego wynik trzeba czytać w kontekście objawów, sposobu pobrania moczu i ilości bakterii — dopiero wtedy jest wskazówką, a nie zagadką.

Opracował: dr n. med. Mateusz Adamski

Piśmiennictwo

1. Wolfe AJ, et al. Evidence of uncultivated bacteria in the adult female bladder. J Clin Microbiol. 2012. doi:10.1128/JCM.05852-11
2. Hilt EE, et al. Urine is not sterile: use of enhanced urine culture techniques to detect resident bacterial flora in the adult female bladder. J Clin Microbiol. 2014. doi:10.1128/JCM.02876-13
3. Yoo JJ, et al. Korean urobiome platform (KUROM) study for acute uncomplicated sporadic versus recurrent cystitis in women: clinical significance. Investig Clin Urol. 2024. doi:10.4111/icu.20230369
4. Bajic P, et al. Male bladder microbiome relates to lower urinary tract symptoms. Eur Urol Focus. 2020. doi:10.1016/j.euf.2018.08.001
5. Roth RS, et al. The urobiome in men and women: a clinical review. Clin Microbiol Infect. 2022. doi:10.1016/j.cmi.2022.08.010
6. Thänert R, et al. Comparative genomics of antibiotic-resistant uropathogens implicates three routes for recurrence of urinary tract infections. mBio. 2019. doi:10.1128/mBio.01977-19
7. Choi J, et al. Gut microbiome correlates of recurrent urinary tract infection: a longitudinal, multi-center study. eClinicalMedicine. 2024. doi:10.1016/j.eclinm.2024.102490
8. Stapleton AE, et al. Randomized, placebo-controlled phase 2 trial of a Lactobacillus crispatus probiotic given intravaginally for prevention of recurrent urinary tract infection. Clin Infect Dis. 2011. doi:10.1093/cid/cir183
9. Sundén F, et al. Escherichia coli 83972 bacteriuria protects against recurrent lower urinary tract infections in patients with incomplete bladder emptying. J Urol. 2010. doi:10.1016/j.juro.2010.03.024
10. Rico-Caballero V, et al. Fecal microbiota transplant as treatment for recurrent urinary tract infections: a proof-of-concept study. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2025. doi:10.1007/s10096-025-05202-9

Dlaczego jelito boli, choć badania wychodzą prawidłowo – i czego o zespole jelita drażliwego uczy nas analiza DNA bakterii jelitowych

Zespół jelita drażliwego (IBS, irritable bowel syndrome) dotyczy według różnych szacunków 5–10% dorosłych na świecie [1]. To nawracający ból brzucha połączony ze zmianą rytmu wypróżnień: biegunkami (IBS-D), zaparciami (IBS-C) albo ich naprzemiennym występowaniem (IBS-M). Do tego dochodzą wzdęcia, uczucie niepełnego wypróżnienia, a u wielu osób także lęk, obniżony nastrój i zmęczenie.

Najbardziej frustrujące dla pacjentów jest to, że standardowe badania – kolonoskopia, morfologia, USG – zwykle wychodzą prawidłowo. IBS rozpoznaje się na podstawie objawów (kryteria rzymskie) i po wykluczeniu innych chorób. Przez dekady traktowano go jako zaburzenie motoryki jelit albo „chorobę nerwów”. Dziś patrzymy na niego szerzej: jako na zaburzenie komunikacji między jelitem, mózgiem i bilionami mikroorganizmów, które zamieszkują przewód pokarmowy [1].

To właśnie ten trzeci element – mikrobiota jelitowa – stał się w ostatnich latach jednym z najintensywniej badanych tropów. A narzędziem, które pozwala go zobaczyć, jest sekwencjonowanie DNA.

Oś jelito–mózg: rozmowa na trzy głosy

Jelito ma własny układ nerwowy – kilkaset milionów neuronów, czasem nazywany „drugim mózgiem”. Połączony jest z mózgiem nerwem błędnym, hormonami stresu i układem odpornościowym. Ta dwukierunkowa komunikacja to oś jelito–mózg. U osób z IBS opisano zmiany zarówno po stronie jelita (nadwrażliwość trzewna, zaburzona motoryka, większa przepuszczalność bariery jelitowej), jak i po stronie mózgu – w sieciach przetwarzających ból i emocje [1].

Trzecim uczestnikiem tej rozmowy są mikroby. Bakterie jelitowe fermentują błonnik do krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych, przekształcają kwasy żółciowe, produkują gazy i wpływają na wydzielanie serotoniny przez komórki jelita. Około 90% serotoniny w organizmie powstaje właśnie w przewodzie pokarmowym, a ona reguluje m.in. perystaltykę i odczuwanie bólu. W dużym badaniu łączącym metagenomikę kału z analizą metabolitów u 142 pacjentów z IBS wyodrębniono podgrupy chorych, których profil mikrobiologiczno-metaboliczny wiązał się z poziomem serotoniny we krwi i z tym, jak stres nasila u nich objawy jelitowe [7].

To tłumaczy, dlaczego IBS tak często idzie w parze z lękiem czy depresją i dlaczego stres potrafi wywołać „atak” jelitowy. Nie oznacza to jednak, że winowajcą są bakterie. Związek działa w obie strony: stres zmienia środowisko jelita, a zmieniona mikrobiota może nasilać sygnały bólowe.

Co widać w mikrobiomie osób z IBS

Przegląd systematyczny 24 badań opublikowany w Gastroenterology pokazał powtarzający się wzór: u pacjentów z IBS częściej występuje więcej bakterii z rodziny Enterobacteriaceae i rodzaju Bacteroides, a mniej rodzajów Faecalibacterium (w tym F. prausnitzii) i Bifidobacterium [2]. F. prausnitzii to jeden z głównych producentów maślanu – kwasu tłuszczowego, który odżywia komórki nabłonka jelita i działa przeciwzapalnie. Różnorodność mikrobioty była u chorych albo niższa, albo taka sama jak u osób zdrowych [2].

Im dokładniej się przyglądamy, tym wyraźniej widać, że „mikrobiom IBS” nie istnieje jako jeden wzorzec. W jednym z pierwszych badań opartych na sekwencjonowaniu część pacjentów miała mikrobiotę praktycznie nieodróżnialną od zdrowej, a u pozostałych zmiany były wyraźne – i nie pokrywały się z klasycznym podziałem na IBS-D, IBS-C i IBS-M [3]. W szwedzkiej kohorcie zwykłe porównania nie wykazały różnic między chorymi a zdrowymi, ale algorytm uczenia maszynowego wyłonił sygnaturę 90 jednostek taksonomicznych, która odróżniała pacjentów z ciężkimi objawami od łagodniejszych przypadków i od osób zdrowych [4]. Ciężkość IBS wiązała się m.in. z mniejszym bogactwem gatunkowym i brakiem archeonów metanogennych [4].

Jest też drugi biegun. W badaniu, w którym próbki pobierano dwukrotnie w odstępie czterech tygodni, aż 70% zmienności mikrobioty wynikało z różnic między osobami, a związek z nasileniem objawów widoczny w pierwszym pomiarze znikał w drugim [5]. Mikrobiom jest bardzo indywidualny i zmienny w czasie – i to trzeba mieć w głowie, interpretując każdy pojedynczy wynik.

Jak „czyta się” mikrobiom

Większości bakterii jelitowych nie da się wyhodować na pożywce. Dlatego klasyczny posiew kału pokazuje tylko wycinek rzeczywistości. Sekwencjonowanie omija ten problem: zamiast hodować mikroby, odczytuje się ich DNA bezpośrednio z próbki.

Najczęściej stosuje się dwa podejścia:

1. Sekwencjonowanie amplikonów genu 16S rRNA. Każda bakteria ma gen 16S – rodzaj „kodu kreskowego” z regionami wspólnymi i zmiennymi. Powiela się go z całej próbki, odczytuje i porównuje z bazą referencyjną. Wynik to lista bakterii z ich względnym udziałem oraz miary różnorodności. Starsze technologie odczytywały tylko krótki fragment genu, co zwykle pozwalało dojść do poziomu rodzaju. Sekwencjonowanie długich odczytów (np. nanoporowe) obejmuje cały gen, około 1500 par zasad, co zwiększa szansę na rozróżnienie blisko spokrewnionych gatunków.
2. Metagenomika typu shotgun. Sekwencjonuje się całe DNA z próbki – nie tylko jeden gen, ale genomy wszystkich obecnych organizmów, łącznie z grzybami i wirusami. Daje to rozdzielczość gatunkową, a często szczepową, i pozwala ocenić, jakie funkcje (geny metaboliczne, czynniki wirulencji, oporność na antybiotyki) ma dana społeczność.

Siłę metagenomiki pokazało holenderskie badanie 1792 osób: mimo dużego nakładania się profili, skład mikrobioty pozwalał odróżnić pacjentów z nieswoistymi zapaleniami jelit (IBD) od pacjentów z IBS [6]. Na podstawie danych z sekwencjonowania 16S można też przewidywać potencjał funkcjonalny społeczności metodami obliczeniowymi – to tańsza, choć mniej precyzyjna alternatywa dla pełnej metagenomiki.

Co wynik sekwencjonowania może dać pacjentowi z IBS – a czego nie

Zacznijmy od tego, czego nie da. Badanie mikrobiomu nie służy do rozpoznania IBS. Nie ma dziś bakteryjnego biomarkera, który potwierdzałby lub wykluczał tę chorobę u konkretnej osoby. Rozpoznanie nadal stawia lekarz na podstawie objawów i wykluczenia innych przyczyn – celiakii, IBD, mikroskopowego zapalenia jelita, a u starszych pacjentów nowotworu.

Co więc może dać? Przede wszystkim obraz ekosystemu, w którym toczy się „rozmowa” jelita z mózgiem:

• Różnorodność i bogactwo gatunkowe – niska różnorodność wiąże się z cięższym przebiegiem IBS [4] i ogólnie z mniejszą odpornością ekosystemu na zaburzenia.
• Producenci maślanu – niedobór Faecalibacterium czy innych bakterii fermentujących błonnik to sygnał, że dieta i środowisko jelita mogą nie wspierać bariery jelitowej [2].
• Nadreprezentacja bakterii prozapalnych lub gazotwórczych – np. Enterobacteriaceae [2], co może mieć znaczenie przy planowaniu diety.
• Archeony metanogenne – metan spowalnia pasaż jelitowy, a ich obecność lub brak koreluje z obrazem klinicznym [4].
• Punkt odniesienia – powtórzone badanie pokazuje, jak mikrobiota reaguje na zmianę diety, antybiotyk czy probiotyk.

Trzeba też uczciwie powiedzieć o ograniczeniach. Wynik to „zdjęcie” jednej próbki kału w jednym dniu, a mikrobiota zmienia się z dnia na dzień [5]. Kał nie odzwierciedla w pełni bakterii przylegających do śluzówki ani tych z jelita cienkiego. Wyniki zależą od metody izolacji DNA, użytych starterów i bazy referencyjnej, więc raporty z różnych laboratoriów nie zawsze są porównywalne. I wreszcie – stwierdzenie, że jakiejś bakterii jest „za mało”, nie przesądza, że to ona powoduje objawy. Badania obserwacyjne pokazują związki, nie przyczyny [2].

Od wyniku do terapii

Najlepiej przebadaną interwencją dietetyczną w IBS jest dieta low-FODMAP, ograniczająca łatwo fermentujące cukry, które bakterie zamieniają w gazy. Wielu pacjentom przynosi ulgę, ale ma swoją cenę mikrobiologiczną: metaanaliza dziewięciu badań randomizowanych wykazała, że konsekwentnie obniża liczebność bifidobakterii, choć nie zmienia wyraźnie ogólnej różnorodności [8]. To dobry argument, by dietę eliminacyjną prowadzić krótko, pod okiem dietetyka, a potem stopniowo rozszerzać – i by kontrolować, co dzieje się z mikrobiotą.

Probiotyki dają zmienne efekty, zależne od konkretnego szczepu. Rifaksymina, niewchłanialny antybiotyk, jest stosowana zwłaszcza w postaci biegunkowej IBS. W obu przypadkach sekwencjonowanie może pokazać, czy interwencja rzeczywiście zmieniła skład mikrobioty.

Najbardziej spektakularnym, ale i najbardziej kontrowersyjnym podejściem jest przeszczep mikrobioty jelitowej (FMT). W norweskim badaniu, w którym materiał pochodził od jednego starannie wybranego dawcy o korzystnym profilu mikrobiologicznym, odpowiedź na leczenie uzyskało 77–89% pacjentów, wobec 24% w grupie placebo [9]. Autorzy podkreślali, że kluczowy był właśnie dobór dawcy na podstawie analizy mikrobiomu. Jednak duże, wieloośrodkowe badanie III fazy REFIT2, obejmujące 450 pacjentów, nie wykazało różnicy między przeszczepem od zdrowego dawcy a placebo: poprawę zgłosiło odpowiednio 40% i 38% chorych [10]. Wniosek autorów jest otrzeźwiający – sama zmiana mikrobioty może nie wystarczyć, by złagodzić objawy IBS [10].

Te sprzeczne wyniki prawdopodobnie odzwierciedlają różnorodność samego IBS. Jeśli tylko część pacjentów ma zaburzony mikrobiom [3], to terapia mikrobiologiczna zadziała tylko u nich. Tu sekwencjonowanie może odegrać swoją najważniejszą rolę: nie w diagnozowaniu choroby, ale w wyłanianiu tych pacjentów, u których leczenie celowane w mikrobiotę ma największy sens.

Podsumowanie

IBS to zaburzenie osi jelito–mózg, w którym mikrobiota jelitowa jest ważnym, choć nie jedynym graczem. Badania z użyciem sekwencjonowania potwierdzają, że u wielu chorych ekosystem jelitowy jest zmieniony – mniej producentów maślanu i bifidobakterii, więcej bakterii z grupy Enterobacteriaceae – ale nie u wszystkich i nie w jednakowy sposób.

Sekwencjonowanie mikrobiomu nie zastąpi diagnostyki gastroenterologicznej. Może natomiast pomóc zrozumieć, co dzieje się w jelicie konkretnej osoby, zaplanować dietę, ocenić efekt leczenia i – w przyszłości – dobrać terapię celowaną w mikrobiotę tym pacjentom, którzy z niej skorzystają. Najwięcej da wtedy, gdy wynik interpretuje się razem z objawami, historią leczenia i, najlepiej, z powtórzonym pomiarem.

Opracował: dr n. med. Mateusz Adamski

Literatura

1. Mayer EA, et al. The neurobiology of irritable bowel syndrome. Molecular Psychiatry. 2023. doi:10.1038/s41380-023-01972-w
2. Pittayanon R, et al. Gut microbiota in patients with irritable bowel syndrome – a systematic review. Gastroenterology. 2019. doi:10.1053/j.gastro.2019.03.049
3. Jeffery IB, et al. An irritable bowel syndrome subtype defined by species-specific alterations in faecal microbiota. Gut. 2012. doi:10.1136/gutjnl-2011-301501
4. Tap J, et al. Identification of an intestinal microbiota signature associated with severity of irritable bowel syndrome. Gastroenterology. 2017. doi:10.1053/j.gastro.2016.09.049
5. Wang TJ, et al. Fecal microbiota signatures are not consistently related to symptom severity in irritable bowel syndrome. Digestive Diseases and Sciences. 2022. doi:10.1007/s10620-022-07543-3
6. Vich Vila A, et al. Gut microbiota composition and functional changes in inflammatory bowel disease and irritable bowel syndrome. Science Translational Medicine. 2018. doi:10.1126/scitranslmed.aap8914
7. Mujagić Z, et al. Integrated fecal microbiome–metabolome signatures reflect stress and serotonin metabolism in irritable bowel syndrome. Gut Microbes. 2022. doi:10.1080/19490976.2022.2063016
8. So D, et al. Effects of a low FODMAP diet on the colonic microbiome in irritable bowel syndrome: a systematic review with meta-analysis. American Journal of Clinical Nutrition. 2022. doi:10.1093/ajcn/nqac176
9. El-Salhy M, et al. Efficacy of faecal microbiota transplantation for patients with irritable bowel syndrome in a randomised, double-blind, placebo-controlled study. Gut. 2020. doi:10.1136/gutjnl-2019-319630
10. Johnsen PH, et al. Faecal microbiota transplantation in irritable bowel syndrome (REFIT2): a randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 3 trial. Lancet. 2026. doi:10.1016/S0140-6736(26)01424-8

Czym jest zdrowy mikrobiom pochwy, dlaczego kwaśne pH to fizyczna tarcza, co mówią typy CST i badanie ponad 3000 kobiet – i jak tę barierę monitorować oraz odbudować

Mówiąc o „zdrowym mikrobiomie”, zwykle myślimy o jak największej różnorodności bakterii. W pochwie jest odwrotnie. Zdrowy mikrobiom to nie ten najbogatszy, tylko ten, który spełnia swoją rolę fizjologiczną: tworzy barierę między wnętrzem organizmu a światem zewnętrznym. U większości kobiet w wieku rozrodczym budują ją zaledwie jeden lub dwa gatunki pałeczek kwasu mlekowego – Lactobacillus [1, 3].

Kwaśne pH – bariera fizyczna, nie tylko biologiczna

Pochwa to kilkucentymetrowy kanał, który łączy środowisko zewnętrzne z wnętrzem macicy. Przechodzą przez nią krew menstruacyjna, nasienie i w końcu dziecko, a jej ujście sąsiaduje ze skórą i odbytem. Tak długiej, otwartej drogi organizm musi bronić – i robi to w dużej mierze metodą chemiczną.

Pod wpływem estrogenów nabłonek pochwy gromadzi glikogen. Pałeczki Lactobacillus przerabiają go na kwas mlekowy [6]. Gdy pałeczki dominują, pH pochwy spada średnio do 3,5–3,8, a stężenie kwasu mlekowego sięga ok. 1% [5]. W takim środowisku większość bakterii chorobotwórczych nie może się namnażać. Pałeczki dodatkowo zajmują miejsce na nabłonku, utrudniają przyleganie innym drobnoustrojom i – co ważne – nie wywołują przy tym stanu zapalnego [10].

Ciekawostka: u zwierząt jest zupełnie inaczej

To rozwiązanie jest typowo ludzkie. W porównaniu 26 gatunków ssaków pałeczki stanowiły u kobiet zwykle ponad 70% bakterii pochwy, a u innych ssaków rzadko więcej niż 1% [4]. U żadnego z badanych zwierząt pH pochwy nie spadało tak nisko jak u człowieka – mieściło się w przedziale 5,4–7,8 [4]. Inna anatomia, inny cykl rozrodczy i inna dieta dają zupełnie inny ekosystem; pałeczki nie dominują nawet u naszych najbliższych krewnych, naczelnych.

Typy CST – pięć „krajobrazów” pochwy

W 2011 roku zespół Jacques’a Ravela przebadał 396 kobiet i pokazał, że mikrobiom pochwy układa się w pięć powtarzalnych typów, nazwanych typami społeczności bakteryjnej (community state types, CST) [1]. Cztery z nich są zdominowane przez jeden gatunek pałeczki:

• CST I – Lactobacillus crispatus
• CST II – gasseri
• CST III – iners
• CST V – jensenii

Piąty, CST IV, to mieszanina bakterii beztlenowych (m.in. Gardnerella, Prevotella) z niewielkim udziałem pałeczek. Taki obraz towarzyszy zwykle bakteryjnej waginozie. Narzędzie VALENCIA, zbudowane na ponad 13 tysiącach profili od 1975 kobiet, ujednoliciło przypisywanie próbek do typów CST, dzięki czemu wyniki różnych laboratoriów można porównywać [2].

Nie wszystkie pałeczki chronią jednakowo. Najniższe pH towarzyszy CST I, czyli dominacji L. crispatus [2]. L. iners uważa się za słabszego strażnika: częściej współwystępuje z bakteriami waginozy i łatwiej ustępuje im miejsca.

Isala: mapa mikrobiomu 3345 kobiet

Największym europejskim badaniem tego typu jest belgijski projekt Isala, prowadzony przez zespół prof. Sarah Lebeer z Uniwersytetu w Antwerpii. Kobiety same pobierały wymaz w domu i wypełniały szczegółowe ankiety. Zebrano próbki od 3345 uczestniczek w wieku 18–98 lat i zbadano je sekwencjonowaniem genu 16S rRNA [3]. W 78% próbek dominowały pałeczki Lactobacillus [3].

Badanie pokazało, jak mikrobiom pochwy zmienia się w ciągu życia. Jego skład najsilniej wiązał się z wiekiem, porodem i fazą cyklu miesiączkowego [3]. Grupa bakterii z L. crispatus na czele była powiązana z wyższym poziomem estrogenów i stosowaniem antykoncepcji, a słabła po porodzie i w czasie karmienia piersią [3]. Grupy z Gardnerella i Prevotella częściej pojawiały się przy wielu partnerach seksualnych, po menopauzie i w zależności od higieny menstruacyjnej [3].

Wniosek praktyczny: mikrobiom pochwy nie jest dany raz na zawsze. Zmienia się z hormonami i stylem życia – a skoro się zmienia, można na niego wpływać.

Jak zbadać i jak poprawić

Skład mikrobiomu pochwy można dziś określić z wymazu, także pobranego samodzielnie, metodą sekwencjonowania genu 16S rRNA – tą samą, której użyto w badaniach Ravela i Isala [1, 3]. Wynik pokazuje, które gatunki dominują i do którego typu CST należy próbka. Pomiar pH paskiem jest prostszy, ale nie mówi, która bakteria to pH tworzy.

Jeśli wynik wskazuje na CST IV albo niedobór pałeczek, można działać. Najlepiej udokumentowane są szczepy L. crispatus. W badaniu z randomizacją i placebo kapsułki z L. crispatus – zarówno dopochwowe, jak i doustne – łagodziły objawy waginozy i poprawiały ocenę mikroskopową w skali Nugenta [9]. Bakteria połknięta w kapsułce może też dotrzeć do pochwy: szczep L. crispatus NTCVAG04 po dwóch cyklach przyjmowania doustnego wykryto w pochwie u 8 z 12 ocenionych kobiet [7]. Zakłada się, że pałeczki zasiedlają najpierw jelito, a stamtąd przechodzą przez krocze do pochwy.

Skuteczność zależy jednak od konkretnego szczepu. W badaniu porównującym cztery szczepy podawane doustnie wszystkie zwiększały liczbę pałeczek w kale, ale w pochwie efekt dał tylko jeden – L. crispatus VPC177 [8]. Dlatego warto wybierać preparaty z udokumentowanym szczepem i sprawdzać efekt kolejnym badaniem.

Podsumowanie

Zdrowy mikrobiom pochwy to sprawnie działająca bariera: nieliczne pałeczki, dużo kwasu mlekowego i niskie pH. Wiemy już, jak wygląda u tysięcy kobiet, jak zmienia się w ciągu życia i jak go mierzyć. A gdy bariera słabnie, mamy narzędzia, by ją odbudować.

Opracował: dr n. med. Mateusz Adamski

Piśmiennictwo

1. Ravel J, et al. Vaginal microbiome of reproductive-age women. Proc Natl Acad Sci USA. 2011. doi:10.1073/pnas.1002611107
2. France MT, et al. VALENCIA: a nearest centroid classification method for vaginal microbial communities based on composition. Microbiome. 2020. doi:10.1186/s40168-020-00934-6
3. Lebeer S, et al. A citizen-science-enabled catalogue of the vaginal microbiome and associated factors. Nat Microbiol. 2023. doi:10.1038/s41564-023-01500-0
4. Miller EA, et al. Lactobacilli dominance and vaginal pH: why is the human vaginal microbiome unique? Front Microbiol. 2016. doi:10.3389/fmicb.2016.01936
5. O’Hanlon DE, et al. Vaginal pH and microbicidal lactic acid when lactobacilli dominate the microbiota. PLoS One. 2013. doi:10.1371/journal.pone.0080074
6. Amabebe E, Anumba DOC. The vaginal microenvironment: the physiologic role of lactobacilli. Front Med. 2018. doi:10.3389/fmed.2018.00181
7. de Leo V, et al. Vaginal colonization of women after oral administration of Lactobacillus crispatus strain NTCVAG04 from the human microbiota. Minerva Obstet Gynecol. 2022. doi:10.23736/s2724-606x.22.05087-4
8. Berggren A, et al. Orally ingested Lactobacillus crispatus VPC177 enhances total vaginal Lactobacillus counts – a cross-over exploratory study. Front Microbiol. 2026. doi:10.3389/fmicb.2026.1894758
9. Mändar R, et al. Impact of Lactobacillus crispatus-containing oral and vaginal probiotics on vaginal health: a randomised double-blind placebo controlled clinical trial. Benef Microbes. 2023. doi:10.3920/bm2022.0091
10. Witkin SS, Linhares IM. Why do lactobacilli dominate the human vaginal microbiota? BJOG. 2017. doi:10.1111/1471-0528.14390